数字微流控：微流体液滴和乳液科学
泰初科技（天津）有限公司-
根据Christopher和Anna[1]的说法“微流体技术提供了一种产生高度均匀的液滴和气泡的有效方法，也是一种操纵下游运动的便利机制。这些功能导致了一些使用其他技术无法实现的新应用的开发”。在过去5年中，采用微流体的乳液科学领域发表了超过25%的已发表论文。数字微流控是微流体的主要应用领域之一。微流体液滴的产生方法主要有被动或主动两种方法，大多数采用被动方法。在这里，我们主要学习被动方法，它们是基于流体的应用以使两种流体界面变形而产生微流体液滴。液滴几何形状微流体器件中产生微流体液滴的Z常见的几何形状是：1、交叉流动，通常称为T型结（T-shaped junction或T-junction）2、拉伸流动，通常称为流动聚焦（flow focusing）（使用交叉结/十字结，cross-junction），因为使用了通道的几何形状。3、共轴流动（co-flowing）两相流相遇的交叉点的几何形状，流速和流体的性质（表面张力，粘度等）决定了局部的应力，该局部应力使界面变形并导致液滴的产生。在具有微流体的乳液科学中，液滴基本上是在两种不相混溶的流体流的交叉处形成的。在物理上，受Rayleigh-Plateau不稳定性控制的两相之间的界面张力的影响允许形成液滴。在乳液液滴上施加剪切应用可导致其伸长，然后破裂。这一观察结果使Taylor将毛细管数Ca定义为剪切应力对表面张力的比值。向任何微流体液滴生成几何形状的交叉点处输送流体的方法主要有两种：注射泵和压力泵。我们将在这里描述液滴产生的常见方法：T-junction，流动聚焦和共轴流，然后凭借注射泵和压力泵在微流体中产生液滴。T型结结构中产生微流体液滴T-junction是产生微流体液滴Z常见的一种几何形状，Z初由Thorsen等[2]人在2001年提出。微流体T型接头中液滴的形成通常定义如下：连续相流过通道，而分散相通过垂直于连续相通道的通道。T-junction交界处有3种微流体液滴生成方式：1、dripping regime2、squeezing regime3、jetting regimeT型结结构产生微流体液滴的三种方式可由一种优于剪切应力和表面张力的参数来定义，因此，squeezing regime是低毛细管数（Ca<0.01）的两相系统之一。对于大多数毛细管数，它适用于jetting regime。dripping regime涉及到中间毛细管数。T型结结构产生的微流体液滴也高度依赖于构成微流体通道的材料的润湿性质[3]。
T-junction结微流控芯片产生的液滴
Dripping regime和T型结产生微流体液滴Thorsen等[2]和Tice[4]等在数字微流控领域的参考工作表明，微流体液滴的分离与趋向于保持分散相在其通道中的表面张力和倾向于通过剪切应力分离微流体液滴的粘性力之间的竞争有关。从毛细管数值（也取决于微流体液滴的半径R）达到临界值的那一刻起，微流体液滴就会破裂。Squeezing regime和T型结构产生微流体液滴Garstecki等[5]人的工作定义了低毛细管数下微流体液滴产生的行为。该行为以下列方式定义：在实验进行过程中，分散相倾向于堵塞主要通道，主通道中分散相的存在局部地降低了通道中的压力。当分散相上的压降变得太大时，微流体液滴发生分离。Jetting regime和T型结构产生微流体液滴在连续相流和两种不混溶流体之后的分散相在主通道中并排流动并破裂，液滴产SF生在两相流交叉点的远处。jetting regime可以产生较小的微流体液滴，但是，jetting regime并不容易获得，而且即使能够获得，其状态也不稳定。此外，当微流体液滴相对于微通道的直径变得非常小时，jetting system趋向于变得混乱[6]。无论您使用何种工作模式，所形成的的微流体液滴的大小都与上述介绍的两相流的流速成比例。通常，微流体液滴在微流体通道的壁上完全不润湿是一种优先选择的情况。压力控制器对每个液相的流量控制可产生具有高水平单分散性的液滴。压电式微流体发生器是控制流量和液滴产生的Z有效的压力调节器，如果您想了解更多关于压力控制器的信息，请单击 此处。优势：（1）使用方便（2）非常基本的几何形状（易于设计）（3）非常常见的几何形状（文献中描述了许多这样的系统）缺点：（1）难以形成微小的微流体液滴（小于通道尺寸）（2）不灵活（液滴尺寸由通道尺寸定义）T-junction产生的液滴：性能（1）高通量液滴产生：>100Hz（2）高度单分散性：尺寸分散性低至1%T-junction产生的液滴：技巧和窍门（1）克服气泡扰动（2）控制压力，使用流量传感器比使用注射泵能更精确地跟踪流速。（3）使用微流控切换阀可以轻松的实现液滴运动与停止状态的控制流动聚焦的微流体液滴生成diyi个微加工的流动聚焦系统出现在2001年[7]，直到2003年，流动聚焦几何结构才被应用于微加工的平面几何结构中，以形成油中的微流体水滴（油包水液滴）[8]。微流体液滴的产生如下：将连续相引入两个侧通道中，并将分散相注入ZX通道。通常，连续相的两股流体包围分散相的流体，连续相流体与分散相流体不混溶。连续相的两股流体通过几何约束迫使微流体液滴形成。流动聚焦结构芯片的液滴生成
流动聚焦几何形状的一个特征在于在微流体液滴形成期间可以观察到两相不混溶流体的变化，从而可以获得各种微流体液滴的大小，并且可以看到存在没有液滴形成的区域[8]。与T型结形状不同，流动聚焦几何形状产生的液滴没有简单的模型根据控制参数来预测微流体液滴的尺寸。另一方面，微流体液滴的产生频率通常相对较高，在kHz量级。然而，将jetting打破形成液滴通常会涉及到形成第二微流体液滴，其尺寸远低于主液滴尺寸，这种情况下产生的微液滴非常的不稳定，液滴尺寸难以控制。几何微流体流动聚焦系统有两种变体：（1）简单的交叉连接（2）交叉连接后有一个收缩受约束型流动聚焦几何形状的微流体液滴形成利用该变体，所有三个液体流都被引导至变窄位置处，从而产生微流体液滴[8, 10]。分散相在两个相反的连续相之间拉伸。产生的共层流通过收缩部分，收缩部分将其细化成射流（jetting）并且在收缩部分或收缩部分外的微流体液滴中引发射流的破裂。根据实验装置的控制参数，没有简单的法则来估计液滴的尺寸、分布和产生速度。实际上，与T型接头相比，增加了其他参数：收缩的尺寸，微流体液滴收集通道的长度和宽度。简单几何交叉结型中微流体液滴形成这种交叉连接几何形状中的微流体液滴形成以及两相流的影响在2008年便被进行了研究[9]。与T型结结构相比，T型结结构并没有被同化，我们认为只是添加了垂直通道而已。他们将流动聚焦变量和T型结接头之间的这些差异归因于T型结接头不对称而交叉结是对称的事实：通道壁被水/油界面取代。通道壁的影响在流动聚焦中受到限制，并且连续相的剪切力的影响增加。具有收缩结构的微流体流动聚焦系统的几何变体是Z常用的。它可以更容易地获得微小体积的微流体液滴。除了微流体流动聚焦系统的两种几何变体之外，还有两种使用流动聚焦的微流体液滴方案：（1）the dripping regime（2）the jetting system这两种模式之间的过渡取决于施加的流量和压力的强度，因此，其取决于毛细管数Ca和两相流速的比率。Dripping regime和流动聚焦产生微流体液滴在dripping模式下，微流体液滴在收缩处或非常接近收缩处破裂，并且破裂之后的界面保持在收缩区的相同位置。在该方案中，如果毛细管数非常高，则液滴的直径小于收缩的尺寸，并且微流体液滴的尺寸具有高度的单分散性。小毛细管数意味着乳液具有更大的多分散性[11]。随着毛细管数的增加，液滴直径减小，流量比减小。此外，此种模式还可以形成非常小的微流体液滴，即其尺寸远小于流动聚焦结中的通道尺寸。允许获得这些尺寸的微流体液滴技术称为流（tip-streaming）。流是液滴生成的一种方案，其中分散相的形状是尖的，并且非常小的微流体液滴从分离。Jetting regime和流动聚焦产生微流体液滴随着毛细管数的增加，会逐步的从dripping regime过渡到jetting regime。在该方案中，分散相沿着射流从孔口延伸的距离至少是收缩部分尺寸的三倍。这种射流的界面会有涟漪出现并且会逐步增多，直到其破裂成微流体液滴。产生的微流体液滴与射流的大小成比例。得到的微流体液滴大于dripping regime下获得的微流体液滴，并且尺寸更不均匀，因为在断裂后，界面的位置不固定[12]。Z后，在与微流体液滴形成的相关工作中，您还应该考虑其他参数的影响。对于流动聚焦系统来说，表面活性剂的浓度在某些液滴生成模式中占据了非常重要的地位，这已经得到证实[13, 14]。这些研究证实，随着表面活性剂用量的增加，液滴尺寸减小。此外，分散相对通道壁的润湿性比T型结接头强烈影响射流形成和破裂动态的情况起着更为关键的作用。优势：（1）使用方便（2）简单的几何形状（3）易于获得微小液滴的体积（4）灵活的液滴尺寸缺点：（1）不可预知的液滴尺寸（2）零散的伴随小液滴（3）多分散性流动聚焦微液滴：性能亚微米微流体液滴流动聚焦产生液滴：技巧和窍门（1）克服气泡扰动（2）压力控制器优于注射泵的优势在于跟踪液体的流速：使用流量传感器（3）使用微流体阀可轻松实现微液滴的运行和停止状态的控制共轴流产生微流体液滴这种基于同心微通道原理的液滴生成方法已于2000年首次实施[15]，这是微流体液滴合成中使用Z少的一种方法。它包括将分散相注入位于另一个具有Z大尺寸的微通道中间的ZY微通道中。分散相在Reyleigh-Plateau阶段变得不稳定并且会分裂成液滴，液滴的形成取决于含有分散相的微通道的直径[16, 17, 18]。从浸入到连续共轴流液体中的毛细管的液滴破碎情况来看，破碎方式可以分成两种不同的方式：dripping，液滴在毛细管附近被夹断，以及jetting，液滴从毛细管延伸部分的螺纹下游被夹断[19]。当连续相速度增加到临界值以上时，就会发生从dripping到jetting模式的过渡。液滴尺寸已被表征为控制参数的函数。通常，当连续相速度更快时，施加在界面上的较大剪切应力导致液滴的尺寸较小。液滴尺寸通常随着分散相流速的增加而增加。在夹断期间，新出现的液滴会继续填充，因此，较大的内部流速导致在夹断之前进入液滴的体积更大。在实验中，随着连续相速度的增加，液滴直径单调减小。由于降低的抗破碎型，降低的界面张力会导致更大的液滴。另一方面，在大范围的连续相速度范围内，粘度比的变化对液滴尺寸几乎没有影响。与流动聚焦的几何形状一样，使用共轴流方法可以产生亚微米的液滴。它也是流技术（tip-streaming technique），可以产生微小的液滴。Suryo和Basaran证明了这一过程的发生是由于成形液滴附近存在非线性拉伸流[20]。优势：（1）非常简单的几何形状（2）易于获得微小的液滴缺点：（1）将一根小毛细管插入到另一根毛细管中（2）零散的杂碎极微小液滴（3）微流体芯片上流体连接的设计（4）死体积高（特别是连续相）共轴流产生的液滴：性能（1）高吞吐量的液滴生成：>10 kHz（2）高度单分散性：尺寸多分散性<2%（3）快速的液滴量切换共轴流产生的液滴：提示和技巧（1）克服气泡扰动（2）压力控制：使用流量传感器比使用注射泵会更准确地了解液体流量（3）使用微流体切换阀可轻松实现液滴的运行和停止状态的控制微流控液滴产生套装：专门用于满足研究人员Z常见的液滴生成需求主要特点：（1）高达10000个/秒（2）液体流量：0.1 μL/min到5 mL/min（3）液滴尺寸分散：0.3%（4）液滴含量的变化：100 ms参考文献[1] Christopher, G. F., and S. L. Anna. “Microfluidic methods for generating continuous droplet streams.” Journal of Physics D: Applied Physics 40.19 (2007): R319.[2] T. Thorsen, R.W. Roberts, F.H. Arnold et S.R. Quake : Dynamic pattern formation in a vesicle-generating microfluidic device. Physical Review Letters, 86(18):4163–4166, 2001.[3] Dreyfus, R., Tabeling, P., & Willaime, H. 2003. Ordered and disordered patterns in two-phase flow in microfluidics. Physical review letters, 90, 144505–144507.[4] Tice, J.D., Lyon, A.D., & Ismagilov, R.F. 2004. Effects of viscosity on droplet formation and mixing in microfluidic channels. Analytica chimica acta, 507, 73– 77.[5] Garstecki, P., Fuerstman, M. J., Stone, H. A., & Whitesides, G. M. (2006). Formation of droplets and bubbles in a microfluidic T-junction scaling and mechanism of break-up. Lab on a Chip, 6(3), 437-446.[6] T. Cubaud and T. G. Mason, “Capillary threads and viscous droplets in square microchannels,” Physics of Fluids, vol. 20, p. 053302, 2008.[7] A. M. Ganan-Calvo and J. M. Gordillo, 2001. “Perfectly monodisperse microbubbling by capillary flow focusing,” Physical Review Letters, vol. 87, p. 274501[8] Anna, S. L., Bontoux, N., and Stone, H. A. 2003. “Formation of dispersions using “flow focusing” in microchannels”. Applied Physics Letters, 82(3) :364–366.[9] J. Tan, J.H. Xu, S.W. Li et G.S. Luo, 2008. “Drop dispenser in a cross-junction microfluidic device : Scaling and mechanism of break-up”. Chemical Engineering Journal, 136(2- 3):306–311[10] L. Yobas, S. Martens, W.-L. Ong, and N. Ranganathan, 2006. “High–performance flow–focusing geometry for spontaneous generation of monodispersed droplets,” Lab on Chip, vol. 6, pp. 1073–1079[11] Abate, A. R., Poitzsch, A., Hwang, Y., Lee, J., Czerwinska, J., and Weitz, D. A. 2009. “Impact of inlet channel geometry on microfluidic drop formation”. Phys. Rev. E, 80(2) :026310.[12] Utada, A. S., Fernandez-Nieves, A., Stone, H. A., and Weitz, D. A. 2007. “Dripping to jetting transitions in coflowing liquid streams”. Phys. Rev. Lett., 99(9) :094502.[13] S.L. Anna et H.C. Mayer, 2006. “Microscale tipstreaming in a microfluidic flow focusing device”. Physics of Fluids, 18(12):121512[14] L. Peng, M. Yang, S.-S. Guo, W. Liu et X.-Z. Zhao, 2011. “The effect of interfacial tension on droplet formation in flow-focusing microfluidic device.” Biomedical Microdevices, 13 (3):559–564[15] P. B. Umbanhowar, V. Prasad, and D. A. Weitz, 2000. “Monodisperse emulsion generation via drop break off in a coflowing stream,” Langmuir, vol. 16, pp. 347–351[16] C. Cramer, P. Fischer, and E. J. Windhab, 2004. “Drop formation in a co–flowing ambient fluid,” Chemical Engineering Science, vol. 59, pp. 3045–3058[17] Y. Hong and F. Wang, 2007. “Flow rate effect on droplet control in a co-flowing microfluidic device,” Microfluidics and Nanofluidics, vol. 3, pp. 341–346[18] R. Xiong, M. Bai, and J. Chung, 2007. “Formation of bubbles in a simple co–flowing microchannel,” Journal of Micromechanics and Microengineering, vol. 17, pp. 1002–1011,[19] G. I. Taylor, “The formation of emulsions in definable fields of flow, 1934. ” Proceedings of the Royal Society of London. Series A, Containing Papers of a Mathematical and Physical Character, vol. 146 (858), pp. 501–523[20] Suryo R and Basaran O A 2006 Phys. Fluids 18 082102
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- 数字微流控：微流体液滴和乳液科学
- 根据Christopher和Anna[1]的说法“微流体技术提供了一种产生高度均匀的液滴和气泡的有效方法，也是一种操纵下游运动的便利机制。这些功能导致了一些使用其他技术无法实现的新应用的开发”。在过去5年中，采用微流体的乳液科学领域发表了超过25%的已发表论文。数字微流控是微流体的主要应用领域之一。微流体液滴的产生方法主要有被动或主动两种方法，大多数采用被动方法。在这里，我们主要学习被动方法，它们是基于流体的应用以使两种流体界面变形而产生微流体液滴。液滴几何形状微流体器件中产生微流体液滴的Z常见的几何形状是：1、交叉流动，通常称为T型结（T-shaped junction或T-junction）2、拉伸流动，通常称为流动聚焦（flow focusing）（使用交叉结/十字结，cross-junction），因为使用了通道的几何形状。3、共轴流动（co-flowing）两相流相遇的交叉点的几何形状，流速和流体的性质（表面张力，粘度等）决定了局部的应力，该局部应力使界面变形并导致液滴的产生。在具有微流体的乳液科学中，液滴基本上是在两种不相混溶的流体流的交叉处形成的。在物理上，受Rayleigh-Plateau不稳定性控制的两相之间的界面张力的影响允许形成液滴。在乳液液滴上施加剪切应用可导致其伸长，然后破裂。这一观察结果使Taylor将毛细管数Ca定义为剪切应力对表面张力的比值。向任何微流体液滴生成几何形状的交叉点处输送流体的方法主要有两种：注射泵和压力泵。我们将在这里描述液滴产生的常见方法：T-junction，流动聚焦和共轴流，然后凭借注射泵和压力泵在微流体中产生液滴。T型结结构中产生微流体液滴T-junction是产生微流体液滴Z常见的一种几何形状，Z初由Thorsen等[2]人在2001年提出。微流体T型接头中液滴的形成通常定义如下：连续相流过通道，而分散相通过垂直于连续相通道的通道。T-junction交界处有3种微流体液滴生成方式：1、dripping regime2、squeezing regime3、jetting regimeT型结结构产生微流体液滴的三种方式可由一种优于剪切应力和表面张力的参数来定义，因此，squeezing regime是低毛细管数（Ca<0.01）的两相系统之一。对于大多数毛细管数，它适用于jetting regime。dripping regime涉及到中间毛细管数。T型结结构产生的微流体液滴也高度依赖于构成微流体通道的材料的润湿性质[3]。
T-junction结微流控芯片产生的液滴
Dripping regime和T型结产生微流体液滴Thorsen等[2]和Tice[4]等在数字微流控领域的参考工作表明，微流体液滴的分离与趋向于保持分散相在其通道中的表面张力和倾向于通过剪切应力分离微流体液滴的粘性力之间的竞争有关。从毛细管数值（也取决于微流体液滴的半径R）达到临界值的那一刻起，微流体液滴就会破裂。Squeezing regime和T型结构产生微流体液滴Garstecki等[5]人的工作定义了低毛细管数下微流体液滴产生的行为。该行为以下列方式定义：在实验进行过程中，分散相倾向于堵塞主要通道，主通道中分散相的存在局部地降低了通道中的压力。当分散相上的压降变得太大时，微流体液滴发生分离。Jetting regime和T型结构产生微流体液滴在连续相流和两种不混溶流体之后的分散相在主通道中并排流动并破裂，液滴产SF生在两相流交叉点的远处。jetting regime可以产生较小的微流体液滴，但是，jetting regime并不容易获得，而且即使能够获得，其状态也不稳定。此外，当微流体液滴相对于微通道的直径变得非常小时，jetting system趋向于变得混乱[6]。无论您使用何种工作模式，所形成的的微流体液滴的大小都与上述介绍的两相流的流速成比例。通常，微流体液滴在微流体通道的壁上完全不润湿是一种优先选择的情况。压力控制器对每个液相的流量控制可产生具有高水平单分散性的液滴。压电式微流体发生器是控制流量和液滴产生的Z有效的压力调节器，如果您想了解更多关于压力控制器的信息，请单击 此处。优势：（1）使用方便（2）非常基本的几何形状（易于设计）（3）非常常见的几何形状（文献中描述了许多这样的系统）缺点：（1）难以形成微小的微流体液滴（小于通道尺寸）（2）不灵活（液滴尺寸由通道尺寸定义）T-junction产生的液滴：性能（1）高通量液滴产生：>100Hz（2）高度单分散性：尺寸分散性低至1%T-junction产生的液滴：技巧和窍门（1）克服气泡扰动（2）控制压力，使用流量传感器比使用注射泵能更精确地跟踪流速。（3）使用微流控切换阀可以轻松的实现液滴运动与停止状态的控制流动聚焦的微流体液滴生成diyi个微加工的流动聚焦系统出现在2001年[7]，直到2003年，流动聚焦几何结构才被应用于微加工的平面几何结构中，以形成油中的微流体水滴（油包水液滴）[8]。微流体液滴的产生如下：将连续相引入两个侧通道中，并将分散相注入ZX通道。通常，连续相的两股流体包围分散相的流体，连续相流体与分散相流体不混溶。连续相的两股流体通过几何约束迫使微流体液滴形成。流动聚焦结构芯片的液滴生成
流动聚焦几何形状的一个特征在于在微流体液滴形成期间可以观察到两相不混溶流体的变化，从而可以获得各种微流体液滴的大小，并且可以看到存在没有液滴形成的区域[8]。与T型结形状不同，流动聚焦几何形状产生的液滴没有简单的模型根据控制参数来预测微流体液滴的尺寸。另一方面，微流体液滴的产生频率通常相对较高，在kHz量级。然而，将jetting打破形成液滴通常会涉及到形成第二微流体液滴，其尺寸远低于主液滴尺寸，这种情况下产生的微液滴非常的不稳定，液滴尺寸难以控制。几何微流体流动聚焦系统有两种变体：（1）简单的交叉连接（2）交叉连接后有一个收缩受约束型流动聚焦几何形状的微流体液滴形成利用该变体，所有三个液体流都被引导至变窄位置处，从而产生微流体液滴[8, 10]。分散相在两个相反的连续相之间拉伸。产生的共层流通过收缩部分，收缩部分将其细化成射流（jetting）并且在收缩部分或收缩部分外的微流体液滴中引发射流的破裂。根据实验装置的控制参数，没有简单的法则来估计液滴的尺寸、分布和产生速度。实际上，与T型接头相比，增加了其他参数：收缩的尺寸，微流体液滴收集通道的长度和宽度。简单几何交叉结型中微流体液滴形成这种交叉连接几何形状中的微流体液滴形成以及两相流的影响在2008年便被进行了研究[9]。与T型结结构相比，T型结结构并没有被同化，我们认为只是添加了垂直通道而已。他们将流动聚焦变量和T型结接头之间的这些差异归因于T型结接头不对称而交叉结是对称的事实：通道壁被水/油界面取代。通道壁的影响在流动聚焦中受到限制，并且连续相的剪切力的影响增加。具有收缩结构的微流体流动聚焦系统的几何变体是Z常用的。它可以更容易地获得微小体积的微流体液滴。除了微流体流动聚焦系统的两种几何变体之外，还有两种使用流动聚焦的微流体液滴方案：（1）the dripping regime（2）the jetting system这两种模式之间的过渡取决于施加的流量和压力的强度，因此，其取决于毛细管数Ca和两相流速的比率。Dripping regime和流动聚焦产生微流体液滴在dripping模式下，微流体液滴在收缩处或非常接近收缩处破裂，并且破裂之后的界面保持在收缩区的相同位置。在该方案中，如果毛细管数非常高，则液滴的直径小于收缩的尺寸，并且微流体液滴的尺寸具有高度的单分散性。小毛细管数意味着乳液具有更大的多分散性[11]。随着毛细管数的增加，液滴直径减小，流量比减小。此外，此种模式还可以形成非常小的微流体液滴，即其尺寸远小于流动聚焦结中的通道尺寸。允许获得这些尺寸的微流体液滴技术称为流（tip-streaming）。流是液滴生成的一种方案，其中分散相的形状是尖的，并且非常小的微流体液滴从分离。Jetting regime和流动聚焦产生微流体液滴随着毛细管数的增加，会逐步的从dripping regime过渡到jetting regime。在该方案中，分散相沿着射流从孔口延伸的距离至少是收缩部分尺寸的三倍。这种射流的界面会有涟漪出现并且会逐步增多，直到其破裂成微流体液滴。产生的微流体液滴与射流的大小成比例。得到的微流体液滴大于dripping regime下获得的微流体液滴，并且尺寸更不均匀，因为在断裂后，界面的位置不固定[12]。Z后，在与微流体液滴形成的相关工作中，您还应该考虑其他参数的影响。对于流动聚焦系统来说，表面活性剂的浓度在某些液滴生成模式中占据了非常重要的地位，这已经得到证实[13, 14]。这些研究证实，随着表面活性剂用量的增加，液滴尺寸减小。此外，分散相对通道壁的润湿性比T型结接头强烈影响射流形成和破裂动态的情况起着更为关键的作用。优势：（1）使用方便（2）简单的几何形状（3）易于获得微小液滴的体积（4）灵活的液滴尺寸缺点：（1）不可预知的液滴尺寸（2）零散的伴随小液滴（3）多分散性流动聚焦微液滴：性能亚微米微流体液滴流动聚焦产生液滴：技巧和窍门（1）克服气泡扰动（2）压力控制器优于注射泵的优势在于跟踪液体的流速：使用流量传感器（3）使用微流体阀可轻松实现微液滴的运行和停止状态的控制共轴流产生微流体液滴这种基于同心微通道原理的液滴生成方法已于2000年首次实施[15]，这是微流体液滴合成中使用Z少的一种方法。它包括将分散相注入位于另一个具有Z大尺寸的微通道中间的ZY微通道中。分散相在Reyleigh-Plateau阶段变得不稳定并且会分裂成液滴，液滴的形成取决于含有分散相的微通道的直径[16, 17, 18]。从浸入到连续共轴流液体中的毛细管的液滴破碎情况来看，破碎方式可以分成两种不同的方式：dripping，液滴在毛细管附近被夹断，以及jetting，液滴从毛细管延伸部分的螺纹下游被夹断[19]。当连续相速度增加到临界值以上时，就会发生从dripping到jetting模式的过渡。液滴尺寸已被表征为控制参数的函数。通常，当连续相速度更快时，施加在界面上的较大剪切应力导致液滴的尺寸较小。液滴尺寸通常随着分散相流速的增加而增加。在夹断期间，新出现的液滴会继续填充，因此，较大的内部流速导致在夹断之前进入液滴的体积更大。在实验中，随着连续相速度的增加，液滴直径单调减小。由于降低的抗破碎型，降低的界面张力会导致更大的液滴。另一方面，在大范围的连续相速度范围内，粘度比的变化对液滴尺寸几乎没有影响。与流动聚焦的几何形状一样，使用共轴流方法可以产生亚微米的液滴。它也是流技术（tip-streaming technique），可以产生微小的液滴。Suryo和Basaran证明了这一过程的发生是由于成形液滴附近存在非线性拉伸流[20]。优势：（1）非常简单的几何形状（2）易于获得微小的液滴缺点：（1）将一根小毛细管插入到另一根毛细管中（2）零散的杂碎极微小液滴（3）微流体芯片上流体连接的设计（4）死体积高（特别是连续相）共轴流产生的液滴：性能（1）高吞吐量的液滴生成：>10 kHz（2）高度单分散性：尺寸多分散性<2%（3）快速的液滴量切换共轴流产生的液滴：提示和技巧（1）克服气泡扰动（2）压力控制：使用流量传感器比使用注射泵会更准确地了解液体流量（3）使用微流体切换阀可轻松实现液滴的运行和停止状态的控制微流控液滴产生套装：专门用于满足研究人员Z常见的液滴生成需求主要特点：（1）高达10000个/秒（2）液体流量：0.1 μL/min到5 mL/min（3）液滴尺寸分散：0.3%（4）液滴含量的变化：100 ms参考文献[1] Christopher, G. F., and S. L. Anna. “Microfluidic methods for generating continuous droplet streams.” Journal of Physics D: Applied Physics 40.19 (2007): R319.[2] T. Thorsen, R.W. Roberts, F.H. Arnold et S.R. Quake : Dynamic pattern formation in a vesicle-generating microfluidic device. Physical Review Letters, 86(18):4163–4166, 2001.[3] Dreyfus, R., Tabeling, P., & Willaime, H. 2003. Ordered and disordered patterns in two-phase flow in microfluidics. Physical review letters, 90, 144505–144507.[4] Tice, J.D., Lyon, A.D., & Ismagilov, R.F. 2004. Effects of viscosity on droplet formation and mixing in microfluidic channels. Analytica chimica acta, 507, 73– 77.[5] Garstecki, P., Fuerstman, M. J., Stone, H. A., & Whitesides, G. M. (2006). Formation of droplets and bubbles in a microfluidic T-junction scaling and mechanism of break-up. Lab on a Chip, 6(3), 437-446.[6] T. Cubaud and T. G. Mason, “Capillary threads and viscous droplets in square microchannels,” Physics of Fluids, vol. 20, p. 053302, 2008.[7] A. M. Ganan-Calvo and J. M. Gordillo, 2001. “Perfectly monodisperse microbubbling by capillary flow focusing,” Physical Review Letters, vol. 87, p. 274501[8] Anna, S. L., Bontoux, N., and Stone, H. A. 2003. “Formation of dispersions using “flow focusing” in microchannels”. Applied Physics Letters, 82(3) :364–366.[9] J. Tan, J.H. Xu, S.W. Li et G.S. Luo, 2008. “Drop dispenser in a cross-junction microfluidic device : Scaling and mechanism of break-up”. Chemical Engineering Journal, 136(2- 3):306–311[10] L. Yobas, S. Martens, W.-L. Ong, and N. Ranganathan, 2006. “High–performance flow–focusing geometry for spontaneous generation of monodispersed droplets,” Lab on Chip, vol. 6, pp. 1073–1079[11] Abate, A. R., Poitzsch, A., Hwang, Y., Lee, J., Czerwinska, J., and Weitz, D. A. 2009. “Impact of inlet channel geometry on microfluidic drop formation”. Phys. Rev. E, 80(2) :026310.[12] Utada, A. S., Fernandez-Nieves, A., Stone, H. A., and Weitz, D. A. 2007. “Dripping to jetting transitions in coflowing liquid streams”. Phys. Rev. Lett., 99(9) :094502.[13] S.L. Anna et H.C. Mayer, 2006. “Microscale tipstreaming in a microfluidic flow focusing device”. Physics of Fluids, 18(12):121512[14] L. Peng, M. Yang, S.-S. Guo, W. Liu et X.-Z. Zhao, 2011. “The effect of interfacial tension on droplet formation in flow-focusing microfluidic device.” Biomedical Microdevices, 13 (3):559–564[15] P. B. Umbanhowar, V. Prasad, and D. A. Weitz, 2000. “Monodisperse emulsion generation via drop break off in a coflowing stream,” Langmuir, vol. 16, pp. 347–351[16] C. Cramer, P. Fischer, and E. J. Windhab, 2004. “Drop formation in a co–flowing ambient fluid,” Chemical Engineering Science, vol. 59, pp. 3045–3058[17] Y. Hong and F. Wang, 2007. “Flow rate effect on droplet control in a co-flowing microfluidic device,” Microfluidics and Nanofluidics, vol. 3, pp. 341–346[18] R. Xiong, M. Bai, and J. Chung, 2007. “Formation of bubbles in a simple co–flowing microchannel,” Journal of Micromechanics and Microengineering, vol. 17, pp. 1002–1011,[19] G. I. Taylor, “The formation of emulsions in definable fields of flow, 1934. ” Proceedings of the Royal Society of London. Series A, Containing Papers of a Mathematical and Physical Character, vol. 146 (858), pp. 501–523[20] Suryo R and Basaran O A 2006 Phys. Fluids 18 082102
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- 微流控双乳液滴/双包裹液滴制备
乳液（emulsions）是两种或两种以上互不相溶液体的混合物，其中，离散相以液滴的形式分布于连续相中。双乳液（double emulsion）则是一种分散相液滴中包裹着更小液滴的高度结构化流体，外液滴在内液滴的周围形成了一层屏蔽层，有效地隔离了内液滴与连续相，如下图所示。
双乳液又被称为乳液中的乳液或包裹性液滴，常见的类型主要分为W/O/W型和O/W/O型。以下图的O/W/O型为例，内部分散相和外部分散相为油相，中间相为水相，这种结构统称为油包水包油型双重乳液。
双乳液滴的主要优势：
（1）双乳液滴内部可以进行多种生物、化学反应，所需样品试剂量少、消耗低；
（2）在一定的工作条件下，双乳液滴的尺寸、数量可控，且可定量地分析内部的反应条件和结果；
（3）双乳液滴作为一个封闭的反应体系，避免了反应物浓度的改变以及不同反应之间的交叉污染；
（4）微乳滴的尺寸小，比表面积较大，传质、传热效率高。凭借这些特定的优势，双乳液滴广泛地应用于化妆品、药物生产、细胞医学、食品科学、石油工业、化学合成、环境监测等领域。
下面展示了我们利用玻璃毛细管开发的同轴流双乳液滴玻璃芯片和利用该芯片制备的双乳液滴。
利用该芯片，您可以快速、稳定的制备出80-200微米粒径均匀的双乳液滴。通过使用螺纹的倒锥接头，可快速、直接的连接到外径为1/16英寸（=1.6毫米）的PTFE导管上。
同轴流双乳液滴玻璃芯片采用高精确的对准方法将微细玻璃毛细管的ZX线处在同一个轴线上。三相流体的入口采用倒锥形接头连接，确保Z小的死体积和无漏液现象发生。该芯片由于采用玻璃毛细管加工，您可以把芯片放置在常规光学显微镜下观察乳液滴的产生过程。
双重乳液滴制备的实验连接图
首先，将OB1压力控制器、储液池、液体流量传感器、同轴流双乳液滴芯片和电脑等按照上图所示连接在一起。
其次，将实验用的液体放置在储液池1-3内。
Z后，在电脑上的ESI图形界面软件上设置OB1压力控制器输出的压力或液体的流量，同时在光学显微镜下观察同轴流玻璃芯片内的流体变化，然后慢慢调节压力或液体流量，直到双乳液滴的产生。
双乳液滴制备套装包含的组件
（1）微流控压力控制器OB1（三通道）（2）液体流量传感器MFS或BFS（三个）
（3）同轴流双乳液滴芯片（一个）
（4）样品储液池15mL（四个）
（5）微流控毛细导管PTFE（外径1/16英寸）
（6）微流控接头配件
您将从双乳液滴制备套装中获得的益处
（1）快速、稳定的压力驱动控制
（2） 快速、精确的液体流量控制
（3）图形化界面操作软件ESI
（4）液滴包裹的同轴流玻璃芯片
（5）实验自动化运行
（6）支持C++、LabVIEW、MATLAB、Python等API，方便您集成到已有的操作软件中。
（7）该套装适用于器官培养、细胞培养、流体操纵、流动化学合成等领域
（8）包含乳液滴制备的全部组件，您只需要提供50 cm×50 cm空间的实验台。相关介绍
微流控高精密压力控制器OB1介绍，请点击 这里
微流控精密液体流量传感器MFS介绍，请点击 这里
微流控高精密液体流量传感器BFS介绍，请点击 这里
微流控图形化智能操作软件ESI介绍，请点击 这里
- 什么是数字微流控？
- 数字微流控的介绍数字微流控是用于基于离散液滴和/或气泡的设计，组成和操纵的微流体系统的一种替代技术。事实上，数字微流控技术是一种利用乳液科学原理从微流体中获得的一种技术[1,6]。该技术的目的是在微流道中产生流体-流体分散体（主要是油包水乳液），它允许产生单分散液滴/气泡，或具有非常低的多分散性的液滴：小于3%（见下图）。如何在微通道内产生液滴或气泡？产生液滴/气泡的Z常见方法是在微流体连接处应用和控制流体流速，这种方法比较容易实现。微流体中的乳液处理是基于在微通道交点处（junction）注入连续相（Qc）和分散相（Qd）时的流速控制。微通道的连接限定了液滴/气泡产生的几何形状。在微流体系统中主要有三种方法来产生和操纵液滴/气泡[2]，这些方法是以其通道的几何形状进行区分的，分别是：（1）共轴流（2）交叉流动或T型交叉（3）流动聚焦液滴/气泡的形成取决于连续相施加在分散相上的剪切力，该剪切力使两种流体之间的界面变形，直到形成液滴或气泡。表征这种现象的参数是毛细管数Ca：该公式表达了剪切力和界面力之间的竞争。U是连续相的特征速度，μc是连续相的动态密度，γ是界面张力。界面力试图将分散相保留在其通道中。当分散相穿透主通道（连续相的通道）时，液滴/气泡开始产生，因此，两种不混溶的流体在微通道的连接处形成界面。界面在连续相流的方向上移动并形成颈部。通过界面的运动，颈部变得越来越窄，直到其破裂并形成液滴/气泡[3]（图2）。图2：不断增长的液滴（油包水）的快照图和共轴流几何形状中的Z终分解图2照片中液滴断裂的视频展示，点击 这里产生的液滴/气泡将连续相的流动限制在薄润滑膜中，液体界面和微通道壁之间。液滴/气泡越多，润滑膜越薄，此润滑膜的限制空间在局部地区域内增加了对连续相流动的阻力[3]。因此，它在上游产生的压力增加，其限制界面直到颈部变得太窄并且断裂。很明显的是必须特别注意导管尺寸和化学性质的选择。氟化材料（例如Teflon导管）可以用氟化油（例如FC40）润湿，因此，可以使水滴与管壁之间的潜在问题的相互作用Z小化。采用微流控技术合成乳液的主要优点是对液滴/气泡的产量和单分散性可控。实际上，数字微流体技术提供了高精度管理的可能性：（1）液滴/气泡大小（2）产生频率（3）液滴内部的组分理解上述参数的关键是调节液滴/气泡大小的原理。产生液滴的器件有几种不同的几何形状，我们只关注其中的一个（图3）。如果需要了解其他液滴产生的几何形状，请参阅[2]。液滴/气泡的大小由许多因素校准。首先，当分散相进入主通道并填充时，液滴/气泡的长度L等于通道ω的宽度。定义d为颈部的大小，h定义为微通道的高度。图3：交叉流动（或T型接头）几何形状的液滴产生示意图用于产生液滴的微流体流动控制系统是产生单分散液滴的Z关键部件之一。OB1微流体压力控制器被认为是Z精确的，是世界上Z快的液滴生成流量控制器，如果您想了解更多的相关信息，请点击 此处。当液滴/气泡进入主通道时，连续相的压力增加。因此，该压力使颈部收缩并以速度Vc减小其尺寸，连续相的流速可通过下式进行估算：在颈部压缩的这段时间内，分散相进入主通道。液滴的大小以速度Vd增加，可以用下式推断分散相的流速为：因此，液滴/气泡的Z终长度是填充主通道ω之前的初始长度和进入主通道的延伸时间内累积的长度之和te。此时间是将颈部从其初始尺寸d压缩（以速度Vc）直至其断裂所需的时间：颈部的初始尺寸d取决于分散相的微通道ωd的大小。根据科学家的选择，比率d/ω通常等于1。因此，液滴的大小由科学家用他的实验参数和/或约束来校准。上面定义的模型[4]已通过实验验证（图4）。该图显示了如何控制液滴/气泡的大小。图4：液滴尺寸的报告数据VS两相流体的流量比率液滴/气泡产生的频率也很容易控制。可以用一定比率的流速固定液滴/气泡的尺寸，并且在不改变液滴/气泡尺寸的情况下，通过增加流速来增加液滴的产生频率。Z常用的参数是控制液滴内部组分的能力，它为物理学、化学和微生物学等多个领域的微流体学提供了许多应用[5]。
流动聚焦几何结构中的液滴生成实例
参考文献[1] H.A. Stone, A.D. Stroock, and A. Ajdari. Engineering flows in small devices. Annual Review of Fluid Mechanics, 36(1) :381– 411, (2004).[2] G. F. Christopher and S. L. Anna. Microfluidic methods for generating continuous droplet streams. Journal of Physics D: Applied Physics, 40(19): R319, (2007).[3] M. De Menech, P. Garstecki, F. Jousse, and H. A. Stone. Transition from squeezing to dripping in a microfluidic t-shaped junction. Journal of Fluid Mechanics, 595(1): 141–161, (2008).[4] Piotr Garstecki, Michael J. Fuerstman, Howard A. Stone, and George M. Whitesides. Formation of droplets and bubbles in a microfluidic t-junctionscaling and mechanism of break-up. Lab Chip, 6(3): 437–446, (2006).[5] Ansgar Huebner, Sanjiv Sharma, Monpichar Srisa-Art, Florian Hollfelder, Joshua Edel, and Andrew deMello. Microdrople ts : A sea of applications ? Lab Chip, 8(8) :1244–1254, (2008).[6] Javier Atencia and David J. Beebe. Controlled microfluidic interfaces. Nature, 437(7059) :648–655, (2005).
- 微流控双乳液滴或双包裹液滴制备套装
乳液（emulsions）是两种或两种以上互不相溶液体的混合物，其中，离散相以液滴的形式分布于连续相中。双乳液（double emulsion）则是一种分散相液滴中包裹着更小液滴的高度结构化流体，外液滴在内液滴的周围形成了一层屏蔽层，有效地隔离了内液滴与连续相，如下图所示。
双乳液又被称为乳液中的乳液或包裹性液滴，常见的类型主要分为W/O/W型和O/W/O型。以下图的O/W/O型为例，内部分散相和外部分散相为油相，中间相为水相，这种结构统称为油包水包油型双重乳液。
双乳液滴的主要优势：
（1）双乳液滴内部可以进行多种生物、化学反应，所需样品试剂量少、消耗低；
（2）在一定的工作条件下，双乳液滴的尺寸、数量可控，且可定量地分析内部的反应条件和结果；
（3）双乳液滴作为一个封闭的反应体系，避免了反应物浓度的改变以及不同反应之间的交叉污染；
（4）微乳滴的尺寸小，比表面积较大，传质、传热效率高。凭借这些特定的优势，双乳液滴广泛地应用于化妆品、药物生产、细胞医学、食品科学、石油工业、化学合成、环境监测等领域。
目前，双乳液滴的制备有传统的化学乳液合成法和微流控制备方法，微流控制备双乳液滴从液滴成型方式上可以分为主动式和被动式。主动式需要使用磁力、激光等外界动力进行乳化，对设备和成本要求较高。被动式可以通过微通道的结构设计和多相流的流速控制来控制流场，从而使两相流在界面张力、黏性力以及惯性力等综合作用下完成乳化。被动式制备双乳液的工艺主要有协流式（同轴流）、交叉流式以及流动聚焦式，如下图所示。
其中，协流式或同轴流方法主要是由多个共轴的微通道组成，其中，连续相包裹分散相呈同轴流动，相界面在R-P不稳定性的作用下产生波动，进而破裂形成液滴。当同轴流芯片的各个通道在同一个轴线上时，双乳液滴的尺寸均匀性和生成频率才能达到Z优。当前，同轴流芯片主要采用玻璃毛细管进行搭建。交叉流式主要是基于T形结构的微通道，其中，内流体以一定的角度进入外流体，在外流体的剪切力作用下将产生动量失稳，破碎成小液滴，连续的两个T形通道就能实现双重乳液的制备。流动聚焦式主要是十字型结构的芯片，主要是利用了毛细不稳定性来乳化液滴。如上图c中所示，由伯努利方程可知在窄缩口处流体流速会急剧增大，导致外相流对内相流对称的剪切力作用的增大，流体在窄缩口的挤压下产生聚焦效果完成乳化。
下图显示了交叉节点和流动聚焦方式制备双乳液滴的特点
下面展示了我们利用玻璃毛细管开发的同轴流双乳液滴玻璃芯片和利用该芯片制备的双乳液滴。
利用该芯片，您可以快速、稳定的制备出80-200微米粒径均匀的双乳液滴。通过使用螺纹的倒锥接头，可快速、直接的连接到外径为1/16英寸（=1.6毫米）的PTFE导管上。
同轴流双乳液滴玻璃芯片采用高精确的对准方法将微细玻璃毛细管的ZX线处在同一个轴线上。三相流体的入口采用倒锥形接头连接，确保Z小的死体积和无漏液现象发生。该芯片由于采用玻璃毛细管加工，您可以把芯片放置在常规光学显微镜下观察乳液滴的产生过程。
双重乳液滴制备的实验连接图
首先，将OB1压力控制器、储液池、液体流量传感器、同轴流双乳液滴芯片和电脑等按照上图所示连接在一起。
其次，将实验用的液体放置在储液池1-3内。
Z后，在电脑上的ESI图形界面软件上设置OB1压力控制器输出的压力或液体的流量，同时在光学显微镜下观察同轴流玻璃芯片内的流体变化，然后慢慢调节压力或液体流量，直到双乳液滴的产生。
双乳液滴制备套装包含的组件
（1） 微流控压力控制器OB1（三通道）
（2） 液体流量传感器MFS或BFS（三个）
（3） 同轴流双乳液滴芯片（一个）
（4） 样品储液池15mL（四个）
（5） 微流控毛细导管PTFE（外径1/16英寸）
（6） 微流控接头配件
您将从双乳液滴制备套装中获得的益处
（1） 快速、稳定的压力驱动控制
（2） 快速、精确的液体流量控制
（3） 图形化界面操作软件ESI
（4） 液滴包裹的同轴流玻璃芯片
（5） 实验自动化运行
（6） 支持C++、LabVIEW、MATLAB、Python等API，方便您集成到已有的操作软件中。
（7） 该套装适用于器官培养、细胞培养、流体操纵、流动化学合成等领域
（8） 包含乳液滴制备的全部组件，您只需要提供50 cm×50 cm空间的实验台。
- 微流控流动化学-微流控OB1压力进样泵的微流体控制
- 流动化学（Flow Chemistry）又被称为微化学或连续流动化学，其为化学研究和发展提供了一个崭新的、高产且快速的手段。流动化学提供了一种在连续流动状态下而不是在传统的批量固定反应器中进行化学合成的新途径。在一个流动系统中，一个给定的化学反应发生在一个微反应器中，该微型系统集合了多个亚毫米的通道。反应物被不断的注入到微反应器中，在其中混合、发生化学反应，所产生的产品也被不断的收集。微反应器的内体积通常小于1毫升。此外，单个微反应器可按照一定的次序进行固定安排以形成有效的微流体化工厂。微反应器的小尺寸提供了高比表面积-体积，从而使其比传统的分批处理反应器能更有效地混合及高温、高质量的传递更多，从而Z终得到有着更高产量、更少杂质的质优制品。流动化学的优势1、精确的温度控制（-100℃ - 250℃）2、混合快速3、清洁的反应：产物完全与反应物分离，无过度反应。4、反应快速：通过加压、加热等条件可使反应速率提高多倍以上。5、安全的使用活性剂或有毒试剂：由于实际反应的体积很小（通常小于30mL），从而可以更安全的使用危险试剂。此外，良好的热转移优势可以对流体进行快速的散热，从而确保温度稳定。6、易于放大：可进行克级、百克级、千克级的连续放大反应。7、易于进行多相反应：固相、液相和气相均可作为反应物。8、可一次性完成多步反应：将反应器按照次序排列在一起，调节整个系统的流速和反应时间，可以一次性完成所有的反应。9、易于自动化与占用空间小本博文介绍的流动化学实验具有如下几个优势（1）无脉冲实验过程中完全稳定的流速。采用压电技术的OB1压力控制器可以快速、稳定的控制微反应器内的流体流动。（2）控制每个试剂的浓度改变每个样品的浓度（3）装置自动化数天内自动进行测试微流体作为化学合成工具的出现已经成熟，特别是在工业技术方面。与传统技术相比，它具有许多优点比如试剂消耗量小、提高选择性、反应易于清理、反应迅速及占用空间小等。流动化学的应用1、聚合物合成2、有机合成3、片内试剂混合4、绿色化学5、药物发现6、样品制备7、药物筛选流动化学装置（1）专用于流动化学的微流体系统Elveflow提供了专用于流动化学和样品制备的独特系统。这种完全集成的解决方案包括创建连续流量和监控流量所需的所有元素。（2）混合18种不同的试剂适用于需要以不同量混合不同组分的实验使用两个11 ports/10 positions valves，可以混合多达18种不同的试剂（洗涤顺序需要每个选择阀对应一个样品瓶）。微流体科里奥利力流量传感器BFS的使用确保了对质量注射的精细控制并精细调节注入的不同液体的比例。然后，芯片出口处使用微流体3/2 valve允许将混合芯片的输出引导至废物收集器中，以便对感兴趣的化合物组分进行后续的逐步清洗。（3）反应器-混合芯片Elveflow微流控OB1压力控制器快速、精确、稳定的流体控制视频介绍以上视频展示了控制器的稳定性。我们在通道内通入三种不同的液体，并wan美调节不同液体的比例。其对于前面提到的应用特别有用。实验优势1、用于昂贵样品的小样品瓶2、用于长期实验的大样品瓶3、一次性零件4、洗涤步骤（无交叉污染）5、模块化、可升级和可扩展6、流动注射精度为0.2%7、自动注射8、占用空间小9、高度化学兼容性（PEEK，Stainless steel）实验结论与流体化学和样品制备的常规技术相比，微流体具有许多优点，其为新应用和更好的控制铺平了道路。法国Elveflow高精密微流控仪器全家照，总有一款可以满足您的实验需求。此外，您还可以享受到更高端、更高级的本地化的应用技术服务，可确保您的实验畅通无阻。我们时刻与您在一起。
- 简单的微流体液滴小球实验系统平台
一个简单的常规的微流体液滴小球产生实验系统由多通道压力流量控制器OB1 MK3+，倒置光学显微镜和高速相机，微流体质量流量计BFS1+和微流体流量传感器MFS2、PDMS液滴芯片套装及Emulseo FluoSurf HFE7500连续油相等组成。
只需要简单的三步（连接装置，推入液体，调节流速），便可产生所需要的液滴小球。
如果动手能力强的话，可以自行在实验室搭建显微成像平台（利用无限远平场物镜、放大倍数的镜筒和相机等的组合），也可以搭建液滴产生系统。
FluoSurf HFE7500或FC40氟化油具有生物相容性，兼容PDMS芯片，可以延长PDMS芯片的使用寿命。我司备有大量的emulseo FluoSurf表面活性剂，随时满足您的应用需要如单细胞分析、数字PCR、液滴小球包裹、细胞培养、化学反应过程控制、水凝胶合成、氢胶合成等。
下图是FluoSurf表面活性剂和微流体液滴实验系统平台的实物照片。
- 在微流控毛细管中产生液滴
关于微流体毛细管中液滴产生的介绍
采用微流控技术来制备微液滴，除了采用微流体芯片如PDMS芯片、PMMA芯片、玻璃芯片外，还可以采用商业工具如色谱类工具来制造液滴。在这里，使用交叉结/十字结（cross-junction）或T型结（T-junction）来轻松制备微流控液滴，外形如下图所示。
这些工具分别是流动聚焦和交叉流动微流体方法的宏观等价物，主要区别在于微流体实验装置组建的时间。主要缺点是依赖于制造商，这意味着您无法精确选择通道尺寸，您必须在建议的尺寸（100 μm - 1 mm）之间进行选择。
有一个主要的微流体液滴制备装置协议，该协议描述了如何使用以下方法进行流体-流体分散：
A-流动聚焦方法（交叉结芯片）
B-交叉流动方法（T型结芯片）
微流体液滴制备装置的协议通常是一样的，在交叉点位置处引入两相流体，一相是连续相，另一相是分散相（液滴），如下图所示。T型结芯片处产生微流体液滴：
运动到毛细管中的微流体液滴：
不过，有几个细节可以区分这两种方法：
A-交叉结的流动聚焦
1、主要通道是液滴流动的通道
2、连续相垂直连接到主通道
3、分散相必须在主通道的连续性中连接到通道
4、用输入压力驱动的流量控制液滴尺寸
B-T型结的交叉流动法
1、主要通道是液滴流动的通道
2、分散相垂直于主通道
3、连续相必须在主通道的连续性中连接到通道
4、用输入压力驱动的流量控制液滴尺寸
总之，通过将亚毫米导管连接到亚毫米的T型和交叉型结器件上，可以像在微流体芯片装置中那样产生液滴，这是一种产生液滴的Z简便的方法。共轴流流动制备液滴方法没有简单的替代方案。但是，微流体液滴制备中使用的Z常见的两种制备方法（交叉流动法和流动聚焦法）却很容易用色谱工具来完成。液滴尺寸由导管和接头的特征尺寸预先确定。使用流动聚焦法（交叉连接）制备液滴，液滴尺寸具有更多的灵活性。参考文献[1,2]描述了液滴尺寸控制的方法。
参考文献：
[1] G. F. Christopher and S. L. Anna. Microfluidic methods for generating continuous droplet streams. Journal of Physics D: Applied Physics, 40(19): R319, (2007).
[2] A. R. Abate, A. Poitzsch, Y. Hwang, J. Lee, J. Czerwinska, and D. A. Weitz. Impact of inlet channel geometry on microfluidic drop formation. Phys. Rev. E, 80(2), (2009).液滴产生套装：专门用于满足研究人员Z常见的液滴生成需求主要特点：（1）高达10000个/秒（2）液体流量：0.1 μL/min到5 mL/min（3）液滴尺寸分散：0.3%（4）液滴含量的变化：100 ms
- 微流控器官培养套装-用于微流控片上器官实验
（1）模拟生理条件
平稳、无脉冲地控制液体介质的流速和流向
（2）轻松进行数周实验
完全自动化的运行数周实验
（3）可重复性和可扩展性
可控制一个或多个并行芯片中的流体参数
（4）开箱即可开始实验
用户友好的设备，具有快速设置和直观的图形界面操作软件。
器官培养套装是一个完整的微流控系统，可用于芯片上的器官实验。凭借该套装，您可以直接进入到微流控器官培养领域的Z前沿。此外，该套装基于Z畅销的压电技术的多通道压力&流量控制器OB1，包含了研究重现细胞体内环境众多特征的所有必需的微流控部件。
特点
微流控器官培养套装使用多通道压力&流量控制器OB1中的一个压力输出通道将储液池内的液体介质输送到微流控器官芯片的通道内。图形化的智能操作软件ESI允许在自定义的时间段内进行精确、稳定地流量控制。
片上器官实验芯片有多种不同的结构设计，具体选择哪一种类型的芯片，取决于您想要模仿的片上器官类型和实验方案。我们与多家片上器官供应商紧密合作，以便为您的科学实验提供Z合适的芯片。
微流控片上器官的应用不仅具有小型化、集成化和低消耗等优点，而且研究人员还能够精确地控制系统的多个参数，例如化学浓度梯度、流体剪切应力、细胞模式、组织-组织界面、器官-器官相互作用等。实验的目的是模仿人体器官的复杂结构、微环境和生理功能。
这些应用有望对改善药物筛选模型和个性化药物的可预测性产生重大影响。片上器官芯片技术通过提供比传统的细胞培养方法更好地模仿体内人体生理学和形态的环境，为这些研究领域提供支持。通过结合来自半导体和分子生物学行业的技术，可扩展的片上器官生产成为可能。
微流控芯片
微流控器官芯片套装可以与任何商用芯片或自制芯片一起使用。
Elveflow与Aline公司合作，提供不同规格的细胞培养用微流控芯片。两个独立进入的腔室由所选的多孔膜隔开。与基于微量滴定板的系统不同，这些器件允许在一个或两个腔室中连续流动。为了调节跨膜的通量，可以调节跨膜的压降变化。
Aline公司还具有将您的芯片设计从原型设计到开发再到制造的能力。他们在整个开发阶段的专业知识可使我们能够确保您的设计从早期阶段就可以制造就绪，从而消除了经常困扰技术的放大问题。除了微流体芯片设计外，他们在集成功能解决方案方面也具有丰富的经验，例如电极、膜和阀的集成，传感器集成，PCB集成及试剂沉积等。
Elveflow还与以下片上器官供应商合作：
（1）Ibidi
（2）BeOnChip
（3）Initio Cell
完全可定制的应用包：
无论您是要添加多个流体控制通道，定制微流体芯片还是添加真空控制装置，我们的微流体专家都可以定制包装，使其Z适合您的实验需求。
适用于所有Elveflow仪器的免费软件
——强大、模块化和多功能的实验装置控制的解决方案
ESI操作软件可以通过同一个接口控制多达16台仪器。借助TTL触发器，您可以将Elveflow系统与实验室中使用的任何其他仪器（光学显微镜或任何电子仪器等）同步。Scheduler是一种用户友好的使用工具，可自动执行实验和方案的复杂步骤，节省您的宝贵时间。
体积注入模块输入目标液体体积，该模块将在合适的时间自动调整流速以将液体注入。
流体系统优化模块微流体实验系统路径的自动诊断功能，并给出改善建议，从而提高实验系统的流体流动性。
气泡检测模块不再经受气泡的危害了！
传感器校准模块在校准协议过程中，不要浪费宝贵的时间。
应用
（1）片上肠芯片
（2）片上肺芯片
（3）片上肝芯片
（4）片上皮肤芯片
（5）片上心脏芯片
（6）片上肾脏芯片
（7）片上血栓芯片
（8）片上神经或心血管网络
包含的组件
标准微流控片上器官芯片套装包含以下组件：
（1）1通道压力&流量控制器OB1
（2）1个液体流量传感器BFS
（3）1个样品储液池
（4）所有必需的配件：导管、连接头、过滤器等
（5）控制和自动化软件ESI
可升级选项：
（1）额外的压力&流量控制通道：可将几种介质按预定顺序注入到芯片通道内
（2）真空通道：用于片上器官芯片中的机械拉伸诱导如片上肺芯片
（3）去泡器：用于去除微流体装置中的所有气泡
（4）压力传感器：测量系统中的压降
（5）循环注入阀：实现液体介质的单向循环
（6）额外的流量传感器MFS
（7）电脑
（8）显微镜和相机相关资源
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相关应用:
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出版文献
A microfluidic circulatory system integrated with capillary-assisted pressure sensors
Lab on Chip, Y. Chen, H. N. Chan, S. A. Michael, Y. Shen, Y. Chen, Q. Tian, L. Huang and H. Wu, 2017
- 微流控技术的材料和微加工方法
- 微流控单细胞计数/分选
电阻抗检测技术广泛应用于材料科学、生命科学、食品安全、疾病诊断等领域。在微流控领域，电阻抗检测技术可应用于单细胞或微液滴的检测与分析、生物组织分析、细胞计数、细胞分选、交流介电电泳（DEP）和生物阻抗测量等。实验室内的微流控电阻抗检测系统在一定程度上可以看成是由多个不同功能的模块经过有效的有机组合而成的。该检测系统主要包括五个模块：微流控电阻抗检测芯片、微流控芯片进样泵、流量计或压力计、电阻抗分析仪/锁相放大器、光学显微镜等，如下图所示。
对于以上四个模块的组合，我们仅仅给出一个微流控电阻抗检测系统的连接示例，如下图1所示。对于该系统中所用到的设备，可以使用其他的实验设备进行代替，但是总体的连接方式是相同的。MFCS或者OB1Mk3驱动泵把储液池内的液体推入到微流控芯片的通道内。MFLI或者HF2LI产生一个或多个不同频率的正弦电压信号，施加在电阻抗芯片的激励电极上，敏感电极测量到的电流信号经过跨阻放大器转化为电压信号并对信号进行放大。放大后的电压信号输送到MFLI或者HF2LI锁相放大器。MFLI或者HF2LI锁相放大器和MFCS或者OB1mk3驱动泵的参数调节和控制都在PC电脑上的LabOne软件和MAESFLO软件或者Elveflow Smart Interface上进行设置。
图1 微流控动态电阻抗检测系统连接图
HF2仪器与电阻抗芯片连接的实物图
如下以瑞士苏黎世仪器的MFLI锁相放大器连接电阻抗芯片为例介绍微流控动态电阻抗检测的原理。
MFLI锁相放大器与电阻抗芯片的连接图
动态电阻抗检测可用于测量微流体芯片通道内单个粒子的介电特性。以两对共面电极的微流控电阻抗芯片为例介绍动态电阻抗检测的过程，芯片结构示意图[8]如上图所示。在微流体芯片通道内加工两对金属微电极，一对微电极作为测量电极，用于测量介质溶液中单个粒子经过时的电流变化，而另一对电极作为参考电极，仅用于测量介质溶液的电流。当MFLI锁相放大器对两对电极同时施加一定幅值且具有一个频率或多个不同频率的交流信号时，微流体芯片通道内两对电极之间会产生电场。当粒子经过电极对之间的间隙时，电场会受到扰动而产生电流的变化，电流变化的幅度取决于粒子的尺寸、形状和介电性质。变化的电流经跨阻差分放大器进行放大并转换为差分电压信号。MFLI锁相放大器同时解调一个频率或多个不同频率的差分电压信号，从而给出每一个频率信号的同相分量和正交分量或者幅值和相位值，同时抵制所有其他频率信号的干扰。所测量的电阻抗的变化可在本地电脑上的LabOne软件里的Plotter进行实时观察且测量的数据可直接保存在本地电脑，方便后续使用MATLAB、Python等软件进行分析处理。
LabOne软件显示动态差分测量的显示曲线
带有共面金属电极的PDMS芯片中产生油包水微液滴，石蜡油为连续相（含span80表面活性剂），经过滤后的去离子水为分散相。产生的微液滴如下视频所示。
MFLI锁相放大器动态差分输入检测PDMS芯片中产生的微液滴视频如下所示。
- 微流控用于活细胞成像的细胞培养-Elveflow微流控灌注套
利用微流控技术在微流控芯片通道内进行实时的细胞培养对很多生物学、医学等领域的工作人员来讲是一个重大的挑战和机会，通过该技术可以大规模的降低实验耗材消耗，提高实验转化效率，模拟实际生物环境下的细胞生长行为等。在科学研究和工业应用中，活细胞成像的细胞培养都具有较大的应用前途，那么现在有没有一款或一套合适的仪器来做细胞培养实验呢？答案是有的，Elveflow微流控灌注套装（Perfusion Pack）结合ALine公司的Microslides便可以完成细胞培养实验。
本文介绍的活细胞成像的细胞培养具有以下优势（1）不再有介质耗尽该系统使用连续灌注，为细胞创造稳定的环境，无需任何手动操作。（2）实时药物接触注入多达10种不同的液体。编程注射序列并自动化您的实验以便获得更好的重复性。适用于3D细胞培养和药物筛选。（3）没有剪切应力MicroSlides旨在避免对细胞施加剪切应力，细胞不直接进入流动。细胞培养可以兼容的生物
ADHERENT MAMMALIAN CELLS
YEASTS
WORM EMBRYOS细胞培养用的实验仪器组件细胞培养实验装置连接示意图Tip：介质或药物切换还可以进行培养基转换以使细胞暴露于不同的药物或条件。Tip：不再有气泡可以在MicroSlide之前添加气泡捕集器，以确保气泡不会进入芯片。（对于实验通路上气泡的产生和去除方法，可以点击 如何去除微流控实验通路上的气泡？这篇博文。）如何使用微流控活细胞灌注套装？1、在开始实验之前，用70%乙醇冲洗MicroSlide，储液器以及所有导管和连接器以确保无菌。请确保在生物安全罩下执行以下所有步骤以避免污染。2、用培养基填充储液器并将储液器连接到流量控制器3、将储液池连接到MicroSlide如何填充MicroSlide？1、将MicroSlide连接到Perfusion Pack后，如图所示倾斜设备。使用Elveflow智能界面软件ESI激活压力泵直到全部的三个储液槽都被填充1/4后再关闭压力泵。2、用微量移液管向每个孔中加入10-30μL样品3、从MicroSlide上取下粘合剂衬垫并用盖子密封，然后用拇指压下密封盖子。如何在芯片上进行细胞培养？在实验过程中，MicroSlide和储液器可放置在培养箱或环境室内，而OB1和流量传感器则留在室外。可以使用较长的导管将仪器放在培养箱的外面，如下图所示。Elveflow微流控OB1压力控制器的详细介绍：Elveflow微流控压力泵/压力控制器OB1（四通道）简要介绍
更加详细的内容介绍，请查看如下链接：http://blog.sina.com.cn/fangdzxx
也可以随时关注我们的微信公众号：信号测量与微流控系统
- 网络研讨会：微流控乳液滴(W/O/W和W/O)中的细胞包裹
微流控液滴技术是近年来在微流控芯片上发展起来的一种研究几微米至几百微米尺度范围内微液滴的生成、操控及应用的新技术。微液滴常作为微反应器，实现生化反应、试剂快速混合以及微颗粒合成等，极大地强化了微流控芯片的低消耗、自动化和高通量等优点。
本次网络研讨会介绍了微流控液滴（W/O/W和W/O）包裹细胞研究结果，结果表明微流控液滴技术可以提高单分散液滴的包裹效率；液滴中的细胞提高了W/O液滴的稳定性；相比于W/O液滴，W/O/W的细胞包裹提高了细菌活性；此外，介绍了细菌释放的详细机制可以通过微流体产生的单分散液滴来研究。
微流体循环套装-用于连续单向再循环实验，请点击 here
微流控细胞灌注套装-细胞与生物学中的液体处理，请点击 here
微流控器官培养套装-用于微流控片上器官实验，请点击 here
微流控除泡器/去泡器套装（去除溶液中的小气泡），请点击 here
Alginate藻酸盐微珠的水凝胶制备套装-开箱即用&包含全部组件，请点击 here
微流控液滴产生套装-开箱即用&包含全部组件，请点击 here
- 如何选择合适的微流控流量控制系统或者微流控流量驱动泵？
在微流控领域，有时经常需要使用外力把所需要的液体推进微流控芯片内，这些外力可由外部的微流控驱动泵或者微流控流量控制系统提供。目前，研究人员主要使用4种类型的流量控制系统：
1、蠕动泵和循环泵
2、微量注射泵
3、压力控制器
4、带有流量开关矩阵阀的压力控制器
针对具体的微流控应用需求，每一种流量控制系统都有其自身的优势和劣势。本博文将会介绍每一种类型的微流控流量控制系统的优点和缺点。
1、蠕动泵和循环泵
当研究人员需要使实验样品在微流控芯片或微流控器件内部进行连续循环流动时，蠕动泵和循环泵便可以实现这种实验需求。蠕动泵的图片请见下图。由于这两种类型的驱动泵不能实现精确的流量控制，所以，这两类泵在微流控研究中使用的越来越少了。当需要对液体实现高精度的循环流动控制时，可以使用具有压力控制器或者微流量注射泵的循环实验装置。
此外，由于使用现代的PID或者bang-bang反馈控制技术，结合自家对微流控领域应用需求的精密调教，某些蠕动泵也可以达到较高的流量控制精度和快速的时间响应如CorSolutions的蠕动泵（请见下图）。
蠕动泵 蠕动泵内集成传感器和控制器 蠕动泵的操作软件界面
蠕动泵和循环泵的优缺点如下：
优点：
（1）易于安装；
（2）实验的液体量不受限制；
（3）可注入相同的样品。
缺点：
（1）流量有较强的脉冲波动，较大的震动和噪声；
（2）导管老化会造成可靠性降低。
2、微量注射泵
微量注射泵在微流控领域是Z经常使用的一种流量控制系统，微流注射泵的参考图片如下图所示。微量注射泵可分为两类：经典注射泵—价格便宜但是会产生流量振荡；无脉动的微流控微量注射泵—价格偏贵但是可以提供更高的流量稳定性。本文中，仅关注无脉动的微量注射泵。如果您决定使用常规或经典的注射泵，本文提供的信息将会对您有所帮助，但是请时刻记住一个事实是：在低流速下，您实验中的液体流动会不太稳定即会产生流动振荡。
微流控微量注射泵
微量注射泵的主要优势是易于使用。无脉冲注射泵的主要弱点是响应性（时间响应的快慢），因为它取决于微流控的实验设置。微流控芯片内的流量变化需要几秒到几个小时后才能达到稳定的流速即液体的流量变化会持续数秒到几个小时。这种响应性的弊端也是微量注射泵在数个应用领域如微液滴的制备内应用的主要限制因素。
不过，从2013年和2014年之后，可以采用新的解决方案来解决这些问题如使用更加精密的电动马达（马达的电机步进非常小，达到微米或者纳米的步长。），增加注射泵微机械部件接触的精密度，注射泵机械部件的生产质量，实验装置的流阻，实验用导管和芯片的弹性与高流阻特性等。
微量注射泵的优缺点如下：
优点：
（1）允许快速设置微流控实验装置；
（2）新型无脉冲的注射泵产生的流动稳定性低于1%；
（3）注射液体量对于长时间的实验来讲是可知的；
（4）微量注射泵产生的Z大压力在几百个bar左右；
（5）器件内的平均流量不会因器件流阻的实际变化而发生变化（注射泵因高压而发生停止运动除外）。
缺点：
（1）流量的响应时间在几秒到几小时内变化，这依赖于流体的阻力。响应时间的快慢可通过使用特定的微流体导管来进行调节；
（2）没有流量计，在暂态过程（几秒到几个小时）中，用户不知道实际的液体流量；
（3）如果器件的流阻增加（如因通道堵塞或灰尘产生），微量注射泵产生的压力会无限制的增加。产生的压力增加到一定程度便会反过来损坏器件；
（4）微量注射泵无法实现死端通道（类似集成微流控阀）内流体的流量控制；
（5）注射泵驱动的液体体积总量是有限制的，而不是无限的；
（6）如果需要知道流体系统内部的压力，那么需要压力传感器；
（7）即使是使用无脉冲的微量注射泵，也需要根据具体的实验条件来仔细的选择注射器的大小，以此来避免注射泵的步进电机造成的液体流量的周期性脉动；
（8）流量的脉冲振荡效应可以通过使用一致性的微流体导管来进行降低。
3、带有流量计的压力控制器
压力控制器是一种压力驱动的流量控制系统，它会对液体储存罐或储液池内的液体样品施加压力。压力控制器和流量计当的参考图片，请见下图所示。对液体施加压力后，样品就会平滑的注入到您的微流控芯片内。当微流控研究人员需要快速的响应性和较高的稳定性时，研究人员主要使用压力控制器，因为压力控制器可以在微流控芯片的通道内在80 ms的快速响应时间内建立无脉冲的液体流动。使用压力驱动液体的流动，压力变化会在流体装置内无延迟的进行传播，从而导致快速的流量切换。此外，由于没有涉及到运动的机械部件，不论您的液体流速是多少，压力驱动的流量都会保持平滑且不会有脉冲的波动。现代微流体压力控制器也可以允许您同时控制压力和液体的流速（通过集成具有反馈环路的流量计）。当微流控研究人员需要较高的流量响应性，较高的流量稳定性和较高的流量精度以及处理芯片的死端/封闭通道或者需要较大的样品体积时，他们此时主要使用的就是压力控制器。
基于压电技术的四通道压力控制器 高精度液体流量计
双通道微流控气动压力泵PneuWave（集成液体流量计和空气压缩机）
双通道微流控真空/压力泵PneuWave DUO（集成液体流量计）
每个气体输出通道上实现压力推动和真空吸引两种工作模式（需同时提供气压源和真空源）
四通道压力控制器 液体流量计及其数据通信模块
压力控制器的优缺点如下：
优点：
（1）压力源允许无脉冲的流量流动；
（2）驱动液体的体积量可达到几升的液体量；
（3）响应时间可达到9 ms；
（4）允许死端或者封闭通道内的液体控制；
（5）当使用流量计时，允许同时控制液体的流量和压力。
缺点：
（1）Z高压力的限制，目前压力控制器的Z高输出压力可达到8 bars；
（2）当压力不平衡时，尤其是在多个输入口进行流量切换时，压力控制器可能会产生倒流（可使用开关阀门来解决这种倒流现象）。
4、带有流量开关矩阵阀的压力控制器
对于一些微流控应用，研究人员使用耦合流量开关矩阵阀的压力控制器。当研究人员需要快速的流量切换且没有倒流（避免样品污染或者瞬时停止流动）时，他们主要使用流量开关矩阵阀。流量开关矩阵阀或者流量切换阀的参考照片如下图所示。当需要高精度的流速控制时，研究人员也可以使用震动阀或集成PDMS蠕动泵。因为当保持实验装置的成本在合理的范围内时，它们有能力在微流控芯片的通道内实现即时的停止流动，和/或者同时在多个芯片通道内控制液体的流动。
微流体流量开关矩阵阀或者切换阀
带有流量开关矩阵阀的压力控制器的优缺点：
优点：
（1）当控制较多数量的微流体通道时，成本会更低；
（2）当结合高精度的压力控制器使用时，流量控制的精度会更高；
（3）有能力控制死端或者封闭通道内的压力；
（4）有能力实现微流体器件内部的液体的瞬时停止流动；
（5）有能力实现快速样品的切换而不会产生任何的倒流；
（6）有能力控制和监视液体的流速和压力（当结合使用具有流速反馈环路的压力控制器时）。
缺点：
（1）当涉及少量的微流体通道时，每个通道的价格会比较昂贵；
（2）实验装置的复杂性：切换阀门需要液体流动源或流速源。
流量阀是主动元件，它允许流体通道内液体流动的打开、关闭和方向调节。流量切换阀Z好配合压力控制器使用，因为关闭连接到正在工作的注射泵的通道会导致压力的无限增加，压力的增加会损坏流体系统。
为什么不推荐单独的压力控制器用于快速和干净样品的切换？
压力控制器允许微流控芯片内快速的样品切换（80 ms），但是需要在全部的输入通道入口达到wan美的压力平衡，以此来避免倒流和样品污染。实现干净和快速流量调节的唯yi方式是使用具有流量切换阀的压力控制器。切换阀需要放置在液体储液池和微流控芯片之间的通路上。由于液体是不可压缩的，压力将会即时的把液体推入到芯片内，液体流量的变化也会与阀门打开的反应时间（25 ms或者更低）有关。此外，由于微流控芯片和流量切换阀之间的导管充满液体（液体是不可压缩的），它避免了输入毛细管之间的倒流和污染。
为什么使用切换阀来实现微流控芯片内液体流动的即时停止？
当使用压力控制器时，液体罐或者储液池内的流体静压力的变化会使达到压力平衡变得非常困难。同步流量切换阀的使用（例如微流体多路复用器）使您可以同时连接所有的微流体通道。由于液体是不可压缩的，切换阀使您可以得到实时的液体流动停止而不会发生任何残余的流动。
不同类型的微流控流量控制系统的性能图表
蓝色较淡的表示匹配性较差，蓝色较重的表示匹配的很好
- 使用压力驱动的数字微流控（OB1压力控制器）
- 使用压力驱动流动的数字微流控介绍在毛细管或微流体装置内产生液滴通常会遇到两个问题：（1）液滴需要平衡时间才能变得稳定（2）液滴尺寸根据施加的流速和所用材料而振荡这些影响取决于流速驱动的流量和材料的弹性（导管、注射器、器件等）之间的结合。这些问题可以通过使用压力驱动流而不是注射泵来克服，因为压力驱动流不会瞬间振荡和移动。大多数研究人员实际使用注射泵，是因为压力控制器需要安装压缩空气管路或空气压缩机。出于这个原因，我们现在提出了直观且独立的仪器，它们既能产生压力又能以低至100μbar的精度进行压力调节。例如，下面的介质显示了使用 压力驱动流 的简单液滴发生器装置：Elveflow压力源产生的微流体液滴。时间响应的演示液滴尺寸对压力驱动流指令变化的快速响应压力指令变化6秒后（Pwater从80mbar到90mbar），液滴尺寸发生变化并形成另一个均匀的液滴序列：为什么在使用注射泵来控制流量时，液滴尺寸和流速会变小？允许注射泵的无限旋转的步进电机产生周期性的振动，这些振动传递到注射器活塞平移，然后产生流速的周期性变化。这些流速的周期性变化引起液滴尺寸和位移速度的变化。与注射泵相反，压力发生器不会产生振动，因为压力通过压力控制器进行调节。为什么在改变注射泵的流量时，液滴产生需要一些平衡时间才能成为稳定的？更改注射泵的流速时，器件中的压力会缓慢变化。压力的增加部分地被流体系统（注射器，导管，器件等等）的变形所吸收。然后，毛细管中的流速仅在流体系统完全变形后才稳定。根据系统弹性和流速，稳定可能需要几分钟或几小时。利用压力驱动的流动，压力几乎是瞬间在整个流体系统中变化，从而导致流速和液滴均匀性几乎是瞬时稳定。当使用注射泵时，减少流动的稳定时间的另一种解决方案是降低流体系统的弹性。例如，您可以使用玻璃注射器和玻璃毛细管。由于流体系统具有较低的弹性，该方法减少了流速的稳定时间，但增加了注射泵对流速的振荡效应，因为流体系统不再作为注射泵流动稳定剂微流体套件起作用。Form’s authors: F. Bertholle, G. Velvé Casquillas液滴产生套装：专门用于满足研究人员Z常见的液滴生成需求主要特点：（1）高达10000个/秒（2）液体流量：0.1 μL/min到5 mL/min（3）液滴尺寸分散：0.3%（4）液滴含量的变化：100 ms
- 球状细胞培养微流控平台套装
用于自动化无支架3D细胞培养技术的即插即用仪器平台
● 球体的多重平行培养
根据所选芯片，可培养观察20多个球体。
● 自动化球体细胞灌注
使用流体分配阀MUX Distribution12实现自动化球体细胞灌注时间从几小时到几个月
● 直接与人体生理相关的模型
动态灌注比培养皿静态培养更能模拟细胞的真实条件
● 即插即用的微流控套装
无论是刚接触的用户，还是资深专家都可以立即上手使用，带有详细的用户指南。
用于刚接触该微流体应用的初学者的球状细胞培养微流控平台套装
球体是 3D 支架中的球形细胞培养物，可让细胞在支架内增殖和迁移，以重现人体内发生的细胞配置。与静态培养皿内的 2D 细胞培养相比，球体可以在不使用动物的情况下测试药物，并且可以更好地模拟细胞形态、生理学和组织。球体可以用微流体仪器进行灌注以便获得更好的重现性、连续的生理剪切应力、长时间的自动化培养实验、使用昂贵的流体以及更好地控制 pH 或温度等参数，这使其成为培养球体细胞的有效方法。
微流控球状细胞培养用仪器
Elvesys组装了一个微流体平台，可以控制各种参数灌注和诱导球状细胞生长。这种即插即用的细胞平台使用希望从批量静态培养过渡到微流体动态细胞培养以进行单球体观察的研究人员。
球状细胞培养微流控套装适用于球体培养、观察和筛选，搭配Elveflow软件，可实现操作步骤设定和自动化运行，从而提高重现性和样品使用优化。
Elveflow OB1 MK3+压力流量控制器提供无脉冲和快速响应的流量控制，与低流量传感器MFS或BFS搭配，实现OB1的流量反馈回路。与注射泵和蠕动泵相比，其可以控制施加在细胞上的剪切应力，因此可以更好的模拟体内条件。
对于像微流控芯片中的球体培养类似的长期实验，需要对培养基进行再循环，以在不使用大量昂贵培养基的情况下保持恒定的足够剪切应力施加到细胞上。MUX循环阀或2-way/3-way阀几阀控制器可实现几种再循环的方法。这些灵活的液体再循环方法实现了多种不同流体控制和球状细胞培养的方法。
此外，您还可以增加MUX液体分配阀，用来注入多个不同的液体介质和药物。当然，您也可以增加标准的用于球体的商业化专用微流控芯片。
球状细胞培养微流控平台套装是高度可定制的，可以包括下图所示的多种仪器或部分仪器。每台仪器都与其他仪器兼容，由相同的ESI软件进行控制，并配有专门的用户手册，以供使用者参阅。
球状细胞培养微流控平台套装（高度可定制）包含以下组件：
● OB1 MK3+压力流量控制器
● 低流量传感器MFS或BFS
● 一个MUX液体循环阀
● 一个MUX液体分配阀
● 一个气泡除泡器
● 接头导管配件一套
● 储液池若干
● 用于球状细胞培养的微流控芯片
● Elveflow ESI软件（免费）
● 仪器的使用手册
为什么在球状细胞培养中使用微流控技术？
与经典方法相比，微流控培养球体细胞具有关键的优势：
● 通过减少使用的试剂量来降低实验成本
● 对球体施加生理剪切应力
● 可以培养和观察单个球体
● 可以进行长时间的实验自动化运行，不需要人工干预。
● 改善细胞的氧气和营养供应
● 更好的重现性和均匀性
● 轻松注射精确体积的不同药物或化合物
这些优势使微流控成为进行球体培养和药物筛选的优先解决方案，Elveflow仪器特别适合这种应用，因为其具有良好的稳定性、用户友好性、准确性和提供了市场上优越的流量控制性。
微流体芯片槽中的球体形成：(1) 细胞播种，(2) 前24小时内的聚集，(3) 培养基冲洗和 (4)在接下来的24小时内形成紧凑的球体。比例尺为50 mm。 Ziółkowska et al. [1]
[1]Karina Ziółkowska; Agnieszka Stelmachowska; Radosław Kwapiszewski; Michał Chudy; Artur Dybko; Zbigniew Brzózka (2013). Long-term three-dimensional cell culture and anticancer drug activity evaluation in a microfluidic chip. , 40(1)
定制您的球状细胞培养套装
已经开发并测试了几种商业化和实验室制造的微流控芯片已进行球状细胞培养，我们可以提供具有不同的表面修饰的微流控芯片。
Elveflow球状细胞培养套装完全可定制，同时我们可帮助您选择适合您应用的仪器组件和配件，并在实验装置连接中逐步陪您进行设置，直到您获得第一个实验结果。
最后，我们还提供各种不同规格的微流体储液罐、流量传感器、气泡检测器和气泡捕获器及其配件，确保您的实验项目不会中断。
球状微流控细胞的培养原理
球体，具有三维细胞结构，比单层培养细胞能更好地再现细胞间的相互作用，并且通常更接近地模拟体内环境[1]。球体被认为是良好的肿瘤细胞模型[2]，但也可以用作神经退行性疾病（neurodegenerative diseases）的模型[3]。
基于微孔的μSFC中的球体形成过程：（A）将细胞悬浮液引入芯片入口。由于毛细作用，细胞悬浮液迅速充满所有微通道和微孔；（B）细胞开始沉积在微通道和微孔的底部；（C）纯培养基流过芯片冲洗多余的细胞，而不干扰位于微孔底部的细胞；（D）细胞分泌物和信号传导导致在非粘附微孔底部建立细胞-细胞相互作用；（E）在培养基的灌注流下驱动球体形成[4]。
已经表明，使用微流体进行球状细胞培养是一种很好的操作工具，可以以更高的准确性、铜梁和微生理体外测试进行许多的药物测试，同时减少对动物模型的需求[5]。其他优点包括可以培养不同大小的球体、降低实验成本和能耗、连续和受控的生理剪切应力以及一次观察单个球体的可能性[6-7]。微流控技术已成功用于使用不同芯片设计的药物筛选[8-10]。
通过基于光片的荧光显微镜（LSFM）成像的T-47D肿瘤球体。Pampaloni etal[11]。
1，Astashkina, Anna, Brenda Mann, and David W. Grainger. “A critical evaluation of in vitro cell culture models for high-throughput drug screening and toxicity.” Pharmacology & therapeutics 134.1 (2012): 82-106.
2，Friedrich, Juergen, Reinhard Ebner, and Leoni A. Kunz-Schughart. “Experimental anti-tumor therapy in 3-D: spheroids–old hat or new challenge?.” International journal of radiation biology 83.11-12 (2007): 849-871.
3，Słońska, Anna, and Joanna Cymerys. “Application of three-dimensional neuronal cell cultures in the studies of mechanisms of neurodegenerative diseases.” Postepy Higieny i Medycyny Doswiadczalnej (Online) 71 (2017): 510-519.
4，Moshksayan, Khashayar, et al. “Spheroids-on-a-chip: Recent advances and design considerations in microfluidic platforms for spheroid formation and culture.” Sensors and Actuators B: Chemical 263 (2018): 151-176.
5，Petreus, T., Cadogan, E., Hughes, G. et al. Tumour-on-chip microfluidic platform for assessment of drug pharmacokinetics and treatment response. Commun Biol 4, 1001 (2021).
6，Kim, Jong Bin. “Three-dimensional tissue culture models in cancer biology.” Seminars in cancer biology. Vol. 15. No. 5. Academic Press, 2005.
7，Karina Ziółkowska; Agnieszka Stelmachowska; Radosław Kwapiszewski; Michał Chudy; Artur Dybko; Zbigniew Brzózka (2013). Long-term three-dimensional cell culture and anticancer drug activity evaluation in a microfluidic chip. , 40(1),
8，Kwapiszewska, K., et al. “A microfluidic-based platform for tumour spheroid cell culture, monitoring and drug screening.” Lab on a Chip 14.12 (2014): 2096-2104.
9，Lim, Wanyoung, and Sungsu Park. “A microfluidic spheroid culture device with a concentration gradient generator for high-throughput screening of drug efficacy.” Molecules 23.12 (2018): 3355.
10，Patra, Bishnubrata, et al. “Drug testing and flow cytometry analysis on a large number of uniform sized tumor spheroids using a microfluidic device.” Scientific reports 6.1 (2016): 1-12.
11，Pampaloni, Francesco, Nariman Ansari, and Ernst HK Stelzer. “High-resolution deep imaging of live cellular spheroids with light-sheet-based fluorescence microscopy.” Cell and tissue research 352.1 (2013): 161-177.
- 网络研讨会：微流控3D细胞培养
细胞的生长需通过各种复杂的外环境与内环境的协同作用共同完成，因此在建立体外生理学模型时需要考虑外界环境参数的真实性。 将微流控技术与微加工、细胞生物学相结合而产生的器官芯片技术在对外界环境参数的控制中具有其他技术难以比拟的能力，通过产生流体剪切力、机械应力、生化浓度梯度等理化刺激，细胞能够响应这些刺激而发生自组装，展现更加真实的生理学功能，因而在体外生理学模型建立中具有特殊的优势。微流控3D细胞培养技术由于实验耗材量小、实验速度快、占用空间小、费用低等而受到了高校研究所及各类企业研究人员的关注。
本次微流控3D细胞培养研讨会主要介绍了如下微流控3D细胞培养的5个内容：
1）相较于传统2D细胞培养，微流控3D细胞培养的优势
2）3D细胞培养的方法及芯片内部的通道连通性
3）Elveflow微流体OB1压力流量控制器与除泡器和细胞培养芯片的实验连接图
4）细胞介质溶液的恒温处理以及细胞培养芯片的恒温控制方法
5）微流控3D细胞培养的应用如血管形成、血管肿瘤模型、肿瘤的免疫反应、乳腺癌骨转移等。
微流体循环套装-用于连续单向再循环实验，请点击 here
微流控细胞灌注套装-细胞与生物学中的液体处理，请点击 here
微流控器官培养套装-用于微流控片上器官实验，请点击 here
微流控除泡器/去泡器套装（去除溶液中的小气泡），请点击 here
Alginate藻酸盐微珠的水凝胶制备套装-开箱即用&包含全部组件，请点击 here
微流控液滴产生套装-开箱即用&包含全部组件，请点击 here
- 微流控内皮细胞培养实验套装
内皮细胞培养(Endothelial Cell Culture)
具有稳定血液动力学力的生物活性细胞单层
● 微流体内皮细胞（Endothelial Cell , EC ）培养
完整的实验套装，开箱即可开始实验。
● 动态灌注条件
用于介质分布的层流控制的剪切应力
● 改进的体外模型
培养条件更接近体内细胞层条件
● 实验套装的多用途
可用于器官培养、液滴产生、流体循环、多种液体分配、微气泡产生等实验
微流控内皮细胞培养实验套装基于高精度OB1流量控制器和膜生物芯片，包含研究人员用于建立内皮细胞培养物所需的微流体组件，这些内皮细胞培养物具有改进的EC标记蛋白表达和良好的细胞粘附性。该套装凭借微流体芯片尽可能的实现接近体内条件的体外模型的内皮细胞层培养。
微流体内皮细胞培养
基础的微流体内皮细胞培养实验套装包含一个与微流体液体分配阀MUX Distribution12相连的压力通道，其可以在芯片中膜层的两侧播种两种不同类型的细胞，从而可以创建可以用于毒性筛查的更具生理相关性的内皮细胞层。微流体液体分配阀MUX Distribution12可用于轻松的注入FITC-dextran等不同物质，并使用3/2微流体阀选择需要关注的芯片通道。灌注效率将直接与上下通道内部的流速有关。通过多个液体流量传感器MFS或BFS，可以实时测量液体流量。
微流体内皮细胞培养实验套装可以控制应变、剪切应力和压力，以逼近生理上的实际值。因此，使用该套装的实验条件比经典的孔或培养池模式的细胞培养更加重要和有效。
微流体内皮细胞培养实验套装可确保不同组件之间的兼容性，允许您可以立即的快速进行实验，并由独特的图形界面操作软件进行测试，且可用于其他不同的应用项目。
微流体内皮细胞培养实验套装包含的组件：
● OB1 MK3+流量控制器
● 微流体液体分配阀MUX Distribution12
● 微流体循环阀MUX Recirculation--液体介质循环
● 微流体低流量传感器MFS
● 微流体细胞培养芯片（具有错流膜）--膜片上部和下部流体流动
● 若干样品储液池和培养基
● 微流体3/2阀
● 微流体3/2阀的控制器WIRE
● 9孔歧管--用于气体分压，将OB1流量控制器输出的气压分配到多个样品储液池
● 微流体导管和接头
● 图形化操作软件ESI--细胞培养自动化运行
● (如有必要，原代人脐静脉内皮细胞（HUVEC）)
为什么使用微流体进行内皮细胞培养？
首先，使用微流体技术是减少反应所需的潜在珍贵稀少样品的一种方法。
其次，在微流体尺度上，可以尽可能精确地调节流体性质以模仿体内细胞生长条件。OB1流量控制器、MUX液体分配阀和3/2阀以及图形界面操作软件ESI的有机结合，可以创建非常有效且可控的实验。
ZH，创建人体器官的微流体模型比2D经典模型或动物模型更有效。与传统的技术相比，微流体系统可提供更准确的生理条件。此外，欧盟和公众都在努力减少动物模型的使用。
总之，微流体内皮细胞层允许更灵活、精确和有效的实验来评估药物毒性或病原体对内皮细胞的影响。
血管和内皮细胞微环境的示意图。体外模拟这种复杂的微环境是血管研究的主要挑战[1]。
[1] A. D. Van der Meer, A. A. Poot, M. H. G. Duits, J. Feijen, I. Vermes, “Microfluidic Technology in Vascular Research”, BioMed Research International, vol. 2009, Article ID 823148, 10 pages, 2009.
微流体内皮细胞培养原理
由于血管功能障碍是诸如糖尿病或癌症等主要疾病的重要结果，血管内皮功能障碍是体外研究内皮细胞对各种化学、生物学或物理刺激反应的大量工作[1]。器官芯片是防止药物临床失败并取代经典的2D细胞培养和动物模型测试的非常有前途的领域[2]。科研人员可以在由膜隔开的微流体通道中创建内皮细胞培养模型，以获得具有实际流量、应变、剪切应力和压力的生理相关的生物力学条件[3-4]。这种微流体系统也已用于研究血脑屏障处的内皮细胞，以建立与人类有关的疾病模型[5]。内皮细胞层的渗透性与施加在该层上的切应力的函数关系也已在由膜隔开的两个通道系统中进行了研究[6]。
1. A. D. van der Meer, A. A. Poot, M. H. G. Duits, J. Feijen, I. Vermes, “Microfluidic Technology in Vascular Research”, BioMed Research International, vol. 2009, Article ID 823148, 10 pages, 2009
2. Capulli A. K., Tian K., Mehandru N., Bukhta A., Choudhury S.F., Suchyta M., Parker K.K., Approaching the in vitro clinical trial: engineering organs on chips, Lab Chip, 2014,14, 3181-3186
3. Estrada R., Giridharan G.A., Nguyen M-D, Roussel T-J, Shakeri M, Parichehreh V., Prabhu S.D., and Sethu P., Endothelial Cell Culture Model for Replication of Physiological Profiles of Pressure, Flow, Stretch, and Shear Stress in Vitro, Anal. Chem. 2011, 83, 8, 3170–3177
4. Estrada R., Giridharan G.A., Nguyen M-D, Roussel T-J, Prabhu S.D., and Sethu P., Microfluidic endothelial cell culture model to replicate disturbed flow conditions seen in atherosclerosis susceptible regions, Biomicrofluidics, 5, 032006 (2011)
5. L. M. Griep, F. Wolbers, B. de Wagenaar, P. M. ter Braak, B. B. Weksler, I. A. Romero P. O. Couraud, I. Vermes & A. D. van der Meer, A. van den Berg, BBB ON CHIP: microfluidic platform to mechanically and biochemically modulate blood-brain barrier function, Biomedical Microdevices volume 15, 145–150 (2013)
6. Young E. W. K., Watson M. W. L., Srigunapalan S., Wheeler A. R., Simmons C. A., Technique for Real-Time Measurements of Endothelial Permeability in a Microfluidic Membrane Chip Using Laser-Induced Fluorescence Detection, Anal. Chem. 2010, 82, 808–816
配置您的微流体内皮细胞培养套装
该套装包含的错流膜由可以采用亲水或不亲水的COP或PS（聚苯乙烯）材料制成。您可以根据具体的应用，选择两种不同的孔径：0.2μm或8μm。膜片也是支持定制的。
微流体内皮细胞培养套装内的组件是可以进行个性化定制的，比如去掉微流体液体分配阀MUX Distribution12、液体流量传感器MFS，增加科式的质量流量传感器BFS以进一步改善流量控制等等。
我们提供一系列与OB1流量控制器相兼容的储液池，从1.5mL Eppendorf管到100mL的玻璃瓶。
气泡对于细胞培养是一个问题，需要尽可能的除掉进入到芯片通道内液体中的气泡。您可以使用可高温灭菌的PEEK材质的除泡器来除去液体介质中的气泡。
- 微流控注射器的选择类型
用户应谨慎选择适合您注射泵的注射器类型。以下是一些常见的注射器功能及其用途，例如用户在选择时应考虑的大小（size）、柱塞（plunger）和管路（tubing）。
注射器针筒（Barrel）
评估注射器针筒的三个特征：外径、内径和体积。
外径（OD）
外径代表注射器针筒的厚度。该值确定注射器是否适配安装到注射泵上。大多数注射泵制造商会根据注射器的体积来表明注射泵的允许注射器尺寸。这种方法通常可行，因为大多数特定体积的注射器具有相似的外径，但是某些专用注射器（气密、钢等）的外径与常见的同类产品截然不同。用户应注意其注射器尺寸的实际外径以及注射泵允许的Z大外径。
某些注射器的针筒可能不均匀或呈锥形，导致注射器不能水平放置在注射器针筒做或注射器支架拖中。如果柱塞（plunger）不是水平的，并且注射器柱塞盖未与推块齐平，则导致推块水平推向非水平柱塞。这可能导致流速不准确，并可能损坏任何类型的注射器。
内径（ID）
内径表示存储流体的筒体内腔的厚度。该值非常重要，因为需要知道它能够在注射泵上设置准确的流速。注射泵的流速基于注射柱塞在设定的时间内传递特定体积所需行进的线性距离。由于注射器针筒的内腔是圆柱体，因此，可以基于圆柱体的体积方程式确定柱塞需要行进的线性距离。下图表示圆柱体的体积方程，通过该方程可以计算柱塞移动以及传递特定体积所需要的线性距离。
I=V/(πd/20^2 )其中，I是柱塞行进的线性距离，以cm为单位，V是体积（以mL为单位），d是直径（以mm为单位）。
对于大部分注射泵来讲，只需要将注射器的内径输入到注射泵界面中或从内置的注射器库中选择装入的注入器，泵就可以确定推动注射器柱塞的距离和速度。
线性距离限制确定了注射泵的流量范围。Z小流速取决于注射泵步进电机的步进分辨率。Z大流速取决于推动块可以移动的Z快线性速度。这两个限制主要取决于步进电机的类型。用户应选择一个具有体积/内径的注射器，以使线性运动接近这两个极限的中间。
体积/容积（volume）
注射器的体积应足够满足用户的应用。但是，用户应小心选择不会过度超出其容量要求的注射器。
对于玻璃注射器，注射器的体积误差约为1%（对于塑料注射器，其误差约为5%）。这意味着用户应根据自己的应用选择尽可能小的注射器。例如，使用50mL注射器传输1mL液体，则体积误差约为0.5mL，这是有问题的，因为实际分配的体积可能在0.5到1.5mL之间。
柱塞（plunger）
对于需要抽取应用的注射器，必须考虑注射器柱塞盖的尺寸。在抽取过程中，注射器盖必须通过支架固定在注射泵的推块（pusher block）上。Chemyx注射泵上的支架可容纳各种尺寸不同的注射器以及不同的柱塞盖大小。在极少数情况下，非常小的注射器或非常大的注射器可能没有安装在支架内的柱塞盖。
法兰（Flange）
法兰的尺寸对于注射器在注射泵上的稳定性很重要。法兰应足够大，以便在将其压在注射器支架上时，将有助于防止在推动柱塞时注射器向前移动。在可以抽取的注射泵上，法兰应足够大，以使法兰支架可以夹在注射器上。
针头/导管（Needle/tubing）
连接到注射器/末端的针头或管道系统通常会限制流体的流动，这可能会引起一定的背压，从而导致注射泵停转。为了使背压Z小，应尽可能使用较大的内径和/或较短的导管。
注射器材质
注射器所用的材料类型可能会影响用户的应用以及注射泵的使用。
塑料材质
塑料注射器是一种廉价、一次性的便捷选择，通常开箱即用。通常，这些注射器带有完整的塑料柱塞头或橡胶柱塞头。橡胶柱塞注射器类型是更好的选择，可以较大程度地减少通过柱塞的流体泄漏
但是，塑料注射器确实有2个明显的缺点。塑料注射器柱塞和针筒在压力下会有些挠曲，导致体积误差高达5%。另外，带有橡胶塞的柱塞易于吸收一些有机溶剂例如DMSO。
玻璃
玻璃注射器在注射泵的应用中Z为常见。玻璃注射器可以重复使用，与大多数实验应用相兼容，并且比大多数注射器类型更准确。玻璃注射器的柱塞可以由磨砂玻璃，带有Teflon注射器类型的玻璃，金属或带有Teflon的金属加工而成。
磨砂玻璃柱塞通常是较为便宜的选择，但它可能会遭受流体流经柱塞的泄露而导致体积误差。此外，某些化学药品可能会使磨砂玻璃熔化，从而导致注射器无用。
其他类型的注射器柱塞会使注射器的泄露Z少（有些甚至是气密性的），从而有更高的流体准确度。具体选择哪一种取决于流体与注射器柱塞类型的兼容性。这些注射器的Z大缺点是成本，这比大多数注射器成本要高得多。
不锈钢
不锈钢注射器是Z耐用的注射器。这些注射器主要用于会导致玻璃或塑料注射器破裂的高压加药应用。尽管其精度与玻璃注射器相似，但是它们的尺寸通常不小于5mL，这降低了其在Z小剂量的大多数应用。不锈钢注射器更昂贵，并且不像其他注射器那样容易使用，因为它们不透明，这使得装载和清除气泡更具有挑战性。
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