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数字PCR可以直接计算目标序列的拷贝数，因此无需依赖于对照样品和标准曲线就可以进行精确的绝对定量检测；此外，由于数字PCR在进行结果判读时仅判断有/无两种扩增状态，因此也不需要检测荧光信号与设定阈值线的交点，完全不依赖于Ct值的鉴定，因此数字PCR的反应受扩增效率的影响大大降低，对PCR反应抑制物的耐受能力大大提高；数字PCR实验中标准反应体系分配的过程可以极大程度上降低与目标序列有竞争性作用的背景序列浓度，因此数字PCR技术也特别适合在复杂背景中检测稀有突变。

微滴式数字PCR（Droplet Digital PCR, DDPCR）是第三代 PCR（Polymerase Chain Reaction，聚合酶链式反应）技术，是一种对核酸分子进行绝对定量的方法。

DDPCR的原理是在PCR扩增前对样品进行微滴化处理，即将含有核酸分子的反应体系分成成千上万个纳升级的微滴，其中每个微滴或不含待检核酸靶分子，或者含有一个至数个待检核酸靶分子。经PCR扩增后，逐个对每个微滴进行检测，有荧光信号的微滴判读为1，没有荧光信号的微滴判读为0，根据泊松分布原理及阳性微滴的个数与比例即可得出靶分子的起始拷贝数或浓度。

在ddPCR中的微液滴产生中，ddPCR-DG7500油相可以直接和PCR扩增试剂（包含待测的DNA样品）注入到液滴合成芯片中，产生所需要尺寸的乳液滴微球。随后，将获得的乳液滴微球进行PCR扩增。

ddPCR-DG7500油相是一种包含PFPE-PEG混合结构的HFE7500油相溶液，可以直接用于ddPCR中的乳液微球产生，无需再进行二次处理。该油相可以帮助用户节省实验时间，获得良好的实验结果，同时把精力用于目标产物上，不用担心因油相质量不稳定而产生的不良目标产物。

ddPCR-DG7500油相试剂是一种液体状态，提供1mL包装和2mL包装的两种规格。

名称：数字PCR油相7500试剂

型号：ddPCR-DG7500

规格：液体状态，4℃环境保存，体积：1mL，EP管包装，即开即用。

微流控液滴技术是近年来在微流控芯片上发展起来的一种研究几微米至几百微米尺度范围内微液滴的生成、操控及应用的新技术。微液滴常作为微反应器，实现生化反应、试剂快速混合以及微颗粒合成等，极大地强化了微流控芯片的低消耗、自动化和高通量等优点。本次网络课堂主要介绍了微流控液滴的动态分析部分如速度场、表面活性剂等知识。

细胞是生物结构和功能的基本单元，在类型和状态上有很大差异。在大多数生物系统中，我们对细胞多样性的认识是不完整的，就像神经系统（脑细胞）这样的复杂组织[1]。单细胞识别和功能的表征，作为对每个细胞的功能和反应的理解，将加速生物领域的发现。它可能是癌症、肿瘤，几何任何可能在细胞群中具有多样性的东西。然而，今天的技术并不能提供一种简单的方法来同时分析大量的单个细胞。快速、可扩展的液滴测序（Drop-Seq）这种方法可以用来表征具有许多细胞类型和状态的复杂组织。

Drop-Seq的原理和好处
Drop-Seq是一种基于使用微流体技术的方法，通过将它们封装在微小液滴中进行平行分析，可以快速分析数千个单个细胞。

这些纳升级水性隔离室已用于微流体器件中的许多应用：纳米颗粒制造、乳液和泡沫、药物输送，但也作为PCR和逆转录的微小反应室[3]。Drop-Seq使用液滴将细胞分隔成纳升大小的反应室，用于分析其mRNA转录物，同时使用分子条形码策略记住转录物的起源细胞。通过这种技术，一个科学家每天可以制作10000个单细胞库，实验并行进行且简单。因此，该方法将允许为已知细胞类别和新的候选细胞亚型产生基因表达的分子图谱。

Drop-Seq利用微流体的优势

（1）很短的时间内有很高的吞吐量

（2）尽量减少昂贵样品的消耗

Drop-Seq包含以下步骤

1. 从组织中制备单细胞悬浮液
2. 准备条形码引物（或者在微颗粒表面或者在内部）
3. 使用微流体装置将每个细胞单独地与一个微小条纹的微粒共同包覆或封装在一个微小的液滴中
4. 一旦分离成液滴，裂解细胞，释放它们的mRNA，然后与引物（primers）杂交。
5. 打破液滴并产生STAMP（附着于微粒的单细胞转录组）
6. 放大STAMP
7. 测试和分析：使用STAMP条形码推断每个转录物的起源细胞

Drop-Seq可以使用2种beads：
A：“简单”的微粒
B：水凝胶微粒

该项工作的ZD是“简单”微粒的使用，并简要介绍了水凝胶微粒，其原理保持不变。

Drop-Seq使用简单的微粒
1. 从复杂的组织中准备单细胞悬浮液
将复杂组织解离成单个细胞

2. 引物（primer）合成
微粒上的引物序列
每个微粒包含超过108个单独的引物，它们共享相同的“PCR句柄（PCR handle）”和“细胞条形码（cell barcode）”，但具有不同的独特分子标识符（UMI）。事实上，PCR句柄在所有引物和beads上具有相同的恒定的序列，这允许在STAMP形成后进行PCR扩增。细胞条形码，仅在相同微粒的所有引物上相同但与其他beads上的细胞条形码不同，允许回复细胞的起源。每种引物上不同的UMI允许对mRNA转录物进行数字计数并鉴定PCR duplicates。Z后，在所有引物序列的末端存在30bp的oligodT序列，用于捕获mRNA并引发逆转录。

细胞条形码的分裂和池合成（split-and-pool synthesis）
为了产生细胞条形码，将微粒库重复分成四个大小相等的寡核苷酸合成反应，向其中加入四个DNA碱基中的一个。然后，在每个循环后将微粒合并在一起，并进行总共12次分裂-池循环（split-pool cycles）。结果是一个微粒库，每个微粒具有4^12（16,777,216）个可能的DNA碱基序列之一。[4]

合成独特的分子标识符（UMI）
UMI的合成在“分裂-池（split-and-pool）”合成循环完成后进行。将所有微粒一起进行八轮简并合成，每个循环期间可获得所有四种DNA碱基，使得每个单独的引物接受4^8（65,536）种可能序列（UMI）中的一种。[5]

3. 微流体装置
一旦单细胞悬浮液和微粒准备就绪，使用定制设计的微流体装置将单个细胞与微粒一起包覆在液滴中。

Image courtesy of Patrick Stumpf, Matthew Rose-Zerilli, Rosanna Smith, Martin Fischlechner & Jonathan West at the Centre for Hybrid Biodevices & Cancer Sciences Unit at the University of Southampton

该装置在它们分成离散的液滴之前连接两路水相。层流防止在液滴形成之前混合两种水相输入，一路流相包含细胞，另一路流相包含悬浮在裂解缓冲液中的条形码引物beads。

微流体装置
组件列表
（1）倒置显微镜
（2）压力控制器+3流量传感器/三个注射泵
（3）3个falcon管/3mL注射器
（4）磁力搅拌系统
（5）用于实验装置元件连接的微流体导管
（6）微流体配件和连接器
（7）PDMS共流微流体液滴生成装置
（8）用于beads的100微米细胞过滤器
（9）用于细胞的40微米细胞过滤器
（10）计数室

实验装置连接示意图

4. 细胞裂解和RNA杂交
在液滴形成后，立即将每个细胞在液滴内裂解并释放其mRNA。然后，它们与其伴随的微粒表面上的引物杂交。

5. STAMPS产生
为了一次有效地产生数千个STAMP，通过添加试剂来破坏液滴以使油-水界面不稳定，并收集和洗涤微粒。然后将mRNA在一个反应中一起逆转录成cDNA，形成一组称为“附着于微粒的单细胞转录组（STAMPs）”的beads[6]。

6. STAMPS的放大
然后可以通过PCR反应在池（pools）中扩增条形码化的STAMP，用于高通量mRNA测序，以分析任何所需数量的单个细胞。

7. 测序和分析
使用高容量平行测序对每个末端对得到的分子进行测序。首先，将读数与参考基因组比对以鉴定cDNA的起源基因。接下来，通过细胞条形码组织读数，并且对每个细胞中确定的每个基因的mRNA转录物的数量进行数字计数。这是UMI发挥作用的地方，避免从同一mRNA转录物中重复计数序列读数。随后，可以建立数字基因表达测量矩阵（每个细胞每个基因一个测量）用于进一步的分析。

使用水凝胶微球的Drop-Seq测序
关于水凝胶beads的使用，操作原理或多或少与以上保持相同，即Z大的区别在于引物（primers），它们位于微粒内而不是位于它们的表面上。

为此，微流体装置由三个通道而不是两个通道组成：
（1）带beads的一个通道（Z关键的部分）
（2）把细胞带入液滴的一个通道
（3）带来我们需要进行分析的化学试剂的一个通道

至于“简单微粒（simple microparticles）”的使用，水凝胶beads含有可用于逆转录反应的引物，然后随后对液滴内的细胞内容物进行条形码编码，由此获得作为RNA序列的拷贝的DNA序列的集合，并且现在通过它们来自哪一个液滴来对这些序列进行分类。

然后，可以打破液滴并将整个细胞群作为大量样品处理，知道每个细胞已被单独编码。

相关的资源
开源链接：McCarroll Lab

液滴测序：Droplet-Sequencing

参考论文
[1] L. Luo et al., Genetic Dissection of Neural Circuits.
[2] B. J. Hindson et al., High-Throughput Droplet Digital PCR System for Absolute Quantitation of DNA Copy Number.
[3] N. R. Beer et al., On-Chip Single-Copy Real-Time Reverse-Transcription PCR in Isolated Picoliter Droplets.
[4-6] Macosko et al., Highly Parallel Genome-Wide Expression Profiling of Individual Cells Using Nanoliter Droplets.

微流控液滴技术是近年来在微流控芯片上发展起来的一种研究几微米至几百微米尺度范围内微液滴的生成、操控及应用的新技术。微液滴常作为微反应器，实现生化反应、试剂快速混合以及微颗粒合成等，极大地强化了微流控芯片的低消耗、自动化和高通量等优点。本次网络课堂主要介绍了液滴微流控的发展历程、微液滴产生方式、液滴微流控的应用领域、液滴产生的实验装置、双乳液滴产生实验等知识。

关于微流体毛细管中液滴产生的介绍

采用微流控技术来制备微液滴，除了采用微流体芯片如PDMS芯片、PMMA芯片、玻璃芯片外，还可以采用商业工具如色谱类工具来制造液滴。在这里，使用交叉结/十字结（cross-junction）或T型结（T-junction）来轻松制备微流控液滴，外形如下图所示。

这些工具分别是流动聚焦和交叉流动微流体方法的宏观等价物，主要区别在于微流体实验装置组建的时间。主要缺点是依赖于制造商，这意味着您无法精确选择通道尺寸，您必须在建议的尺寸（100 μm - 1 mm）之间进行选择。

有一个主要的微流体液滴制备装置协议，该协议描述了如何使用以下方法进行流体-流体分散：
A-流动聚焦方法（交叉结芯片）
B-交叉流动方法（T型结芯片）

微流体液滴制备装置的协议通常是一样的，在交叉点位置处引入两相流体，一相是连续相，另一相是分散相（液滴），如下图所示。

T型结芯片处产生微流体液滴：

运动到毛细管中的微流体液滴：

不过，有几个细节可以区分这两种方法：
A-交叉结的流动聚焦

1、主要通道是液滴流动的通道
2、连续相垂直连接到主通道
3、分散相必须在主通道的连续性中连接到通道
4、用输入压力驱动的流量控制液滴尺寸

B-T型结的交叉流动法

1、主要通道是液滴流动的通道
2、分散相垂直于主通道
3、连续相必须在主通道的连续性中连接到通道
4、用输入压力驱动的流量控制液滴尺寸

总之，通过将亚毫米导管连接到亚毫米的T型和交叉型结器件上，可以像在微流体芯片装置中那样产生液滴，这是一种产生液滴的Z简便的方法。共轴流流动制备液滴方法没有简单的替代方案。但是，微流体液滴制备中使用的Z常见的两种制备方法（交叉流动法和流动聚焦法）却很容易用色谱工具来完成。液滴尺寸由导管和接头的特征尺寸预先确定。使用流动聚焦法（交叉连接）制备液滴，液滴尺寸具有更多的灵活性。参考文献[1,2]描述了液滴尺寸控制的方法。

参考文献：
[1] G. F. Christopher and S. L. Anna. Microfluidic methods for generating continuous droplet streams. Journal of Physics D: Applied Physics, 40(19): R319, (2007).
[2] A. R. Abate, A. Poitzsch, Y. Hwang, J. Lee, J. Czerwinska, and D. A. Weitz. Impact of inlet channel geometry on microfluidic drop formation. Phys. Rev. E, 80(2), (2009).

导读

尽管各国卫生系统发展迅速，但由病原菌引起的传染病仍然是人类健康的主要威胁之一。据报道，全世界每年有220多万人死于水传播大肠杆菌病原体。尽管大多数大肠菌群是无害的，但某些大肠杆菌的存在可能会导致甚至威胁到人类健康，例如，大肠杆菌O157:H7和其他产志贺毒素的大肠杆菌菌株（非O157 STEC）是食源性疾病的常见因素，可能对健康造成严重后果，尤其是对幼儿。因此，检测大肠杆菌对于生物医学应用以及食品、水和空气质量监测非常重要。

大连理工大学环境科学与技术学院，工业生态学与环境工程教育部重点实验室的科学家，开发出基于naica®全自动微滴芯片数字PCR系统的单细菌检测方法，该方法可以在1.5小时内以单细胞灵敏度选择性检测临床尿液样本中的大肠杆菌 。该方法发表在《Analytical Methods》，题为“Single bacteria detection by droplet DNAzyme-coupled rolling circle amplification”。

应用亮点：

▶  dDRCA系统，能够快速、选择性地检测具有单细胞敏感性的大肠杆菌 ，dDRCA系统的检测灵敏度比之前报道的PAD高1000倍。

▶ 证明了dDRCA系统在尿路感染诊断中的潜在临床适用性，dDRCA能够在不到1.5小时内，从20份临床尿液样本中成功识别出5名UTI患者，而传统的基于培养的方法需要数小时。

文中采用naica️®全自动微滴芯片数字PCR系统液滴微流控技术，快速精准的检测到复杂样本和高背景样本中的致病大肠杆菌。

通常扩增需要约4小时进行定量大肠杆菌检测。在这项研究中，我们描述了DNA酶偶联滚圈扩增（RCA），这是一种高效的等温酶DNA复制过程，可在naica️®全自动微滴芯片数字PCR系统上进行，以建立液滴DNA酶偶联RCA（表示为dDRCA）系统。我们进一步证明，该系统能够在1.5小时内以单细胞敏感性选择性检测临床尿液样本中的大肠杆菌。

▲图2（a）通过琼脂糖凝胶电泳分析RCA产物（RP）。（b） 反应混合物在指示反应条件下的荧光响应：+RFD-EC1/+ RDS/+ E. coli (blue line);  RFD-EC1/+ RDS/+ E. coli (green line);  RFD-EC1/+ RDS/-E. coli (red line); + RFD-EC1/+ RDS/-E. coli (pink line)。（c） Naica Prism3阅读器图像（左）、CLSM图像（中）和荧光显微镜图像（右）为微晶芯片液滴的大小。比例尺：1.4 mm（左）和100 mm（中、右）。指示反应条件下dDRCA系统的荧光图像和荧光滴数：（d）+RFD-EC1/+ RDS/+ E. coli;（e）-RFD-EC1/+ RDS/+ E. coli; (f) -RFD-EC1/+ RDS/  E. coli; (g) + RFD-EC1/+ RDS/  E. coli.

使用Naica Prism3阅读器对生成的荧光液滴进行成像和分析。dDRCA系统能够在75分钟内选择性计数具有单细胞敏感性的大肠杆菌，包括20分钟的细胞裂解时间、12分钟的液滴生成时间和43分钟的液滴反应时间。

通过比较其他三种常见细菌，包括枯草芽孢杆菌（B.subtilis）、酸性乳片球菌（P.acidilactici）和唐菖蒲伯克霍尔德菌（B.gladioli）存在时的信号反应，也检查了dDRCA检测大肠杆菌的选择性。当用缓冲液或尿液中的这些意外靶点测试每个dDRCA系统时，未观察到明显的荧光液滴（图4c和S4†）。

▲图4（a）不同大肠杆菌浓度（每毫升细胞数）下dDRCA反应的荧光图像。比例尺：1.4 mm。（b） 不同浓度下计数的液滴数与大肠杆菌之间的关系。提供了计数的液滴数量，插图显示了1–104大肠杆菌范围内的线性反应。误差条代表三个独立实验的标准偏差。（c） dDRCA的特异性。

最终证明了dDRCA系统在尿路感染（UTI）诊断中的潜在临床适用性。分析了20份患者和健康献血者的临床尿样。整个操作程序包括：（1）细胞收集和裂解（25分钟）；（2） 液滴生成（12分钟）；（3） 液滴反应（43分钟）。如图5c所示，五个尿样，即ID 6、8、9、12和14，比其他尿样产生大量荧光液滴（>3000）。使用传统的大肠杆菌培养方法进一步确认了这些有无大肠杆菌感染的样本（图5d）。因此，对UTI的诊断有很大的希望。

▲图5（a）检测尿液样本中的大肠杆菌。（b） 显示尿液样本中计数数与大肠杆菌细胞在1-104范围内的线性相关性的曲线图。（c） 20份临床尿液样本中阳性液滴的数量。（d） CLED（胱氨酸、乳糖电解质缺乏）琼脂细菌尿液培养板。黄色菌落代表大肠杆菌在37℃的CLED琼脂中培养22小时后的生长。

该系统能够在不到1.5小时的分析时间内，从20份临床尿液样本中成功识别出5名UTI患者，而传统的基于培养的方法需要数小时。

naica®六通道数字PCR系统

法国Stilla Technologies公司naica®六通道数字PCR系统，源于Crystal微滴芯片式数字PCR技术，自动化微滴生成和扩增，每个样本孔可实现6荧光通道的检测，智能化识别微滴并进行质控，3小时内即可获得至少6个靶标基因的绝对拷贝数浓度。